CLINICAL CASE OF RHINO-ORBITAL MUCORMYCOSIS IN A CONVALESCENT COVID-19 PATIENT: DIAGNOSTIC AND TREATMENT TACTICS


Cite item

Abstract

According to current data, SARS-CoV-2 virus has the ability to cause multi-organ pathology, leading to acute damage of various organs and systems and long-term consequences characterized by polymorphic symptoms. Recently, a high incidence of invasive mycoses, particularly mucormycosis - COVID-M, has been noted among the COVID-19 complications. The predisposing factor for the development of this pathology is diabetes mellitus, immunodeficiency states, and prolonged use of high doses of glucocorticosteroids. Mucormycosis is characterized by severe clinical manifestations and high lethality, and timely diagnostics of this pathology often represents a difficult problem. The aim of this study was to analyze a clinical case of rhino-orbital mucormycosis in convalescent COVID-19 patient. In the study, there was used mucopurulent nasal discharge from the patient previously hospitalized with a severe novel coronavirus infection. Here, we describe the methodology allowing to isolate and identify a pure mold fungus culture from the biomaterial using methods of routine bacteriology and MALDI TOF mass spectrometry. Direct microscopy examination of nasal cavity discharge revealed branched non-septic hyphae with a characteristic branching angle, allowing to preliminarily diagnose invasive mucormycosis. Growth of mycelial fungus colony was observed by using Sabouraud's medium with potassium tellurite. Microscopy of the pure culture revealed branching mycelium without septa, broad, with irregular thickness, unsegregated hyphae, and sporangia with a typical column specific to mucormycetes. Analysis of the obtained mass spectra allowed to establish the microbial species identity as Lichtheimia corymbifera. The latter along with other members of the order Mucorales, are known to cause mucormycosis. As a result of antifungal treatment (Amphotericin B) and timely surgical intervention, the patient was discharged from the hospital with prominent clinical improvement and no complaints during further outpatient follow-up period. The analysis of this clinical case showed the lack of alertness in some clinical diagnostic laboratories to detect pathogens of invasive mycoses. To avoid errors, while making a diagnosis, attention should be paid not only to detection of fungal spores in clinical material, but also take into account the structure of mycelium underlying major difference between yeast-like fungi, higher and lower molds. The isolation and identification of a pure pathogen culture allows to confidently verify the diagnosis, timely correct the treatment tactics and monitor circulation of mycotic agents to prevent occurrence of mycoses in most vulnerable patients cohorts.

Full Text

Клинический случай риноорбитального мукормикоза у больной, перенесшей COVID-19: диагностика и тактика лечения

Введение.

Согласно имеющимся в настоящее время данным, вирус SARS-CoV-2 может поражать в организме каждый орган, приводя к острым повреждениям и долгосрочным последствиям, причем последние эффекты стали очевидны только недавно [2, 10].

В настоящее время выделяют следующие стадии  течения COVID-19:  острый ковид, при котором остро выражены клинические проявления заболевания (симптомы ОРВИ: ринит, назофарингит, кашель, фебрильная/субфебрильная температура, головная и мышечные боли, бронихиты и пневмониты и пр.), длится 3-4 недели; продолжающийся симптоматический ковид (лонгковид) — характеризуется длительной персистенцией вируса в организме и менее выраженными клиническими проявлениями до 4-12 недель; постковидный синдром наблюдается у 10-20% пациентов по истечении 12 недель после перенесенной инфекции, характеризуется полиморфной и полиорганной симптоматикой в течение длительного времени.

Долгосрочные последствия COVID-19 включают в себя различные неспецифические симптомы: астения, когнитивные и сенсорные  нарушения, расстройство желудочно-кишечного тракта, сердечно-сосудистой системы, болевой синдром и др. Аналогичная совокупность устойчивых симптомов была описана в предыдущие годы, как отдаленные последствия предшествующих эпидемий коронавирусных инфекций, включая атипичную пневмонию (SARS, 2003 г.) и ближневосточный респираторный синдром (MERS, 2012 г.), что позволяет оценить опасность последствий COVID-19 [11, 12].

В последнее время появилось множество сообщений о высокой распространенности  инвазивных микозов, как осложнений COVID-19. К наиболее часто встречающимся относятся инвазивный аспергиллез (COVID-ИА), возбудителями которых являются высшие плесневые грибы дейтеромицеты аспергиллы, инвазивный кандидоз (COVID-ИК), обусловленный дрожжеподобными грибами рода Candida, и мукормикоз (COVID-М), этиологическим фактором которого являются низшие плесневые грибы зигомицеты порядка Mucorales.  В связи с тем, что перечисленные заболевания у больных COVID-19 характеризуются высокой летальностью, во Временные методические рекомендации «Профилактика, диагностика и лечение новой коронавирусной инфекции (СOVID-19) (версии 12-15)» (ВМР) включены разделы, посвященные диагностике и лечению инвазивных микозов [1].

Мукормикоз – оппортунистическая грибковая инфекция, обусловленная различными видами условно-патогенных микроорганизмов из разных семейств порядка Mucorales, отдел Mucormycota (ранее Zygomycota), в частности:  Apophysomyces spp., Mucor spp., Rhizopus spp.,  Absidia spp., Cunninghamella spp., Lichtheimia spp., Rhizomucor spp., Saksenaea spp., Syncephalastrum spp. Возбудители мукормикоза широко распространены в природной среде, в частности в почве. В стационарах медицинских организаций они могут контаминировать воздушную среду, постельное белье, перевязочный материал и прочие объекты внешней среды. В различных географических зонах в качестве основного возбудителя выступают разные виды мукормицетов, при этом они обуславливают развитие схожих клинических симптомов. [7, 15].

Предрасполагающим фактором развития грибковой инфекции являются иммунодефицитные состояния.  Риск развития данного осложнения повышается при длительном применении высоких доз глюкокортикостероидов (ГКС), использовании биологических супрессоров, а также при наличии в анамнезе гематологических и онкологических заболеваний, сахарного диабета (особенно неконтролируемого) и диабетического кетоацидоза.  Появление мукормикоза как сопутствующего заболевания при коронавирусной инфекции обусловлено тем, что вирус SARS-CoV-2 способен повреждать эндотелий сосудов и ткань легких, способствуя повышению восприимчивости к грибковой инфекции. Кроме того, инфекция COVID-19 крайне негативно влияет на иммунную систему, вызывая воспалительный шторм, увеличение количества нейтрофилов и уменьшение количества лимфоцитов, особенно T-клеток CD4+ и CD8+, играющих важную роль в борьбе с мукормикозом посредством активации цитокинов, таких как IL-4, IL-10, IL-17, INF-γ. [2, 19]. При неконтролируемом сахарном диабете повышенное количество циркулирующей глюкозы обеспечивает благоприятные условия для роста и развития мицелия, связывания его с эндотелием кровеносных сосудов и проникновения в них. Кетоацидоз  предотвращает хемотаксис полиморфно-ядерных лейкоцитов, вызывая снижение фагоцитарной активности и уменьшая местную воспалительную реакцию у пациентов, что еще сильнее угнетает иммунный ответ и способствует развитию мукормикоза [14, 16, 17].

Существует пять основных клинических форм мукормикоза: риноцеребральный, легочный, мукормикоз желудочно-кишечного тракта, кожный и диссеминированный. Следует отметить, что риноцеребральная форма встречается значительно чаще других. При тяжелом, часто смертельном, риноцеребральном мукормикозе (летальность 50-80%) гифы гриба поражают стенки сосудов, что приводит к их тромбозу и прогрессирующему некрозу тканей, который может охватить носовую перегородку, небо и кости, окружающие орбиту или синусы. Патологический процесс часто сопровождается повышением температуры,  гнойными выделениями из носа, проптозом, офтальмоплегией, флегмоной орбиты, болью, потерей зрения [20].

Согласно ВМР, для постановки диагноза COVID-M проводят компьютерную томографию (КТ) околоносовых пазух, легких и брюшной полости. Для обнаружения мукормицетов осуществляют микроскопию аспиратов и биоптатов, посев и гистологическое исследование материала из очага поражения. При выделении возбудителя в культуре, его идентифицируют до рода. [1]. В случае выявления характерных клинических симптомов мукормикоза, не дожидаясь результатов лабораторного диагноза, назначают Амфотерицин В, предпочтительней липосомальный Амфотерицин-В или липидный комплекс Амфотерицин-В. Начинать лечение рекомендуется с пробной дозы: 1 мг препарата вводят внутривенно в течение 1 ч. При отсутствии побочных эффектов дозу поэтапно увеличивают до 5, 10, 20 и 40 мг (4-6 часовые инфузии, повторяющиеся через 6 часов). По достижения эффекта проводят поддерживающую терапию: 1мг на 1 кг массы тела в сутки. Следует отметить, что при нарушении функции почек  используют минимальную дозу Амфотерицина-В. В случае возникновения аллергических реакций после назначения пробной дозы препарата допускается повторное назначение минимальной дозы в условиях интенсивного наблюдения. При невозможности или неэффективности применения Амфотерицина В назначают Изавуконазол или Позаконазол. Лечение фунгицидными средствами сочетают с хирургическим удалением пораженных тканей и компенсацией сахарного диабета. Повышает шансы на выздоровление также использование гипербарической оксигенации, направленной на устранение тканевой гипоксии и ацидоза. В качестве симптоматического лечения применяют антигистаминные препараты. [1, 3].

Цель исследования: Анализ клинического случая риноорбитального мукормикоза у больной, перенесшей COVID-19.

Материалы и методы. Пациентка, Т.В.Н., 1952 г.р., находилась на стационарном лечении в ГБУЗ НО «Городская больница №35» с 03.02.2022 г. по 18.02.2022 г. с клинической картиной двухстороннего синусита, с жалобами на слизисто-гнойные выделения из носа (больше справа),  гнойный запах в носу (больше справа),  головные боли. В анамнезе:  с 23.12.2021 г. по 25.01.2022 г. находилась на стационарном лечении в инфекционном отделении ЦРБ одного из районов Нижегородской области с диагнозом новая коронавирусная инфекция подтвержденная, тяжелого течения, системный кандидоз, двусторонняя полисегментарная интерстициальная пневмония, КТ-2 (умеренная пневмония с поражением 25-50% легких), ДН-2 (дыхательная недостаточность второй степени с появлением одышки при обычной нагрузке) и сопутствующей патологией: ишемическая болезнь сердца (ИБС), ожирение II степени, анемия легкой степени, сахарный диабет (СД) 2 типа, диабетическая полинейропатия нижних конечностей, непролиферативная диабетическая ретинопатия обоих глаз. В качестве патогенетической терапии в комплексе лечебных мероприятий использовали дексаметазон в течение 24 дней в максимальной дозе – 20 мг/сутки при внутривенном введении в начале лечения, с постепенным снижением дозы до 4 мг/сутки внутримышечно.  Антибактериальная терапия включала левофлоксацин по 500 мг два раза в день в течение 9 дней. На 18 – й день пребывания в стационаре после обнаружения в назальном мазке клеток грибов был назначен флуконазол перорально по 150 мг 1 раз в день и внутривенно по  100 мл 2 раза в день, курсом 6 дней. Уровень сахара крови во время пребывания пациента в стационаре колебался от 11,4 до 21,0 Мм/л. По окончании стационарного лечения больная была направлена в Н.Новогород на консультацию оториноларинголога. Мультиспиральная компьютерная томография околоносовых пазух (МСКТ ОНП), проведенная 02.02.2022 г.,  показала наличие признаков двустороннего верхнечелюстного синусита, справа - с нарушением целостности стенок обеих пазух, признаки нерезко выраженного фронтита справа, выраженного этмоидита справа, умеренно выраженного сфеноидита. Больная была госпитализирована в оториноларингологическое отделение ГБУЗ НО ГБ №35.

Забор, транспортировка и прямая микроскопия слизисто-гнойных выделений и биоптата ткани осуществлялись в соответствии со стандартными методиками [5, 6].

Микробиологическую диагностику осуществляли во ФБУН ННИИЭМ им. академика И.Н.Блохиной Роспотребнадзора следующим образом: посев биоматериала производили на пластинчатую питательную среду Сабуро с теллуритом калия. Питательную среду №2 ГРМ (Сабуро) (ТУ 9398-002-78095326-2006, ФБУН ГНЦ ПМБ Роспотребнадзора, г. Оболенск) готовили в соответствии с инструкцией производителя. После стерилизации ex tempore добавляли 2% раствор теллурита калия (ТУ 9398-019-78095326-2006, ФБУН  ГНЦ ПМБ Роспотребнадзора, г. Оболенск) из расчета 0,5 мл раствора на 100 мл готовой среды. Посев инкубировали при 370С в течение 48 ч.

Микроскопию культуры, подготовленной по методу «раздавленной капли» с использованием 40% КОН, проводили на микроскопе Micros МС 50 (Австрия) при увеличении ×200.

Видовую идентификацию осуществляли методом MALDI TОF масс-спектрометрии с использованием масс-спектрометра Autoflex speed LRF и программно-аппаратного комплекса BioTyper (Bruker Daltonics, Германия).

Пробоподготовку культуры мицелиального гриба проводили согласно стандартному операционному протоколу «Экстракция муравьиной кислотой» [9].

Все измерения производили в линейном режиме, детектируя положительные ионы. Для накопления масс-спектров мощность лазерного излучения устанавливали на уровне минимального порогового значения, достаточного для десорбции-ионизации образца. Параметры масс-спектрометра оптимизировали для диапазона m/z от 2000 до 20000. Для получения пригодных для идентификации масс-спектров в настройках прибора устанавливали следующие параметры: суммирование 10 серий спектров по 50 импульсов лазера. Внешнюю калибровку проводили с использованием бактериального тест-стандарта (Bruker Daltonics, Германия), в качестве матрицы использовали α-циано-4-гидрокси-коричную кислоту (α-CHCA). Идентификацию, запись, обработку и анализ масс-спектров осуществляли с помощью программы BioTyper RTC. О достоверности  идентификации судили по значению коэффициента совпадения (Score values) - 2,000 – 3,000 – идентификация до вида, 1,999-1,700 – идентификация до рода, 1,699 – 0 – идентификация не прошла) и значению категорий: А – достоверная идентификация до вида, В – достоверная идентификация до рода, С – недостоверный результат.

Результаты и обсуждение. ЛОР – статус пациентки при поступлении в оториноларингологическое отделение ГБУЗ НО ГБ №35: наружный нос правильной формы. Слизистая оболочка гиперемирована, не отечна, в области среднего носового хода с двух сторон грязно-серые корочки. Гнилостный запах с обеих сторон. Носовая перегородка по средней линии. Лимфатические узлы подчелюстные, глубокие шейные не увеличены. Носовое дыхание затруднено. Пациентке была назначена антибактериальная терапия:  цефтриаксон (1,0г/сутки),  метронидазол (100 мл/сутки).  Отделяемое из носа было направлено на бактериоскопическое исследование.

При исследовании слизисто-гнойного отделяемого методом прямой микроскопии были обнаружены разветвленные несептированные гифы, угол ветвления 45-900 (рис. 1).

 

Рисунок 1

Прямая микроскопия биоптата ткани, увеличение ×200.

Figure 1. Direct microscopy of a tissue biopsy, magnification ×200

 

Типичное расположение гифов позволили поставить предварительный  диагноз «Инвазивный мукормикоз» и назначить пациенту антимикотическую терапию Амфотерицином В, постепенно увеличивая дозу с  1 мг  в первые сутки до 35мг на пятые сутки.

Через 3-е суток от начала лечения антимикотиком отделяемое полости носа - корочки и слизь  были направлены на культуральное исследование во ФБУН ННИИЭМ им. академика И.Н. Блохиной Роспотребнадзора.

При использовании культурального метода на первом этапе оценивали характер роста культуры на среде Сабуро с теллуритом калия. По окончании инкубации (48 ч) на поверхности питательной среды был отмечен рост колонии мицелиального гриба: колония круглая, диаметром 50 мм с ровным краем, коричневого цвета, высокая, состоящая из двух ярусов, поверхность густо-пушистая, беловато-серая (рис. 2).

 

Рисунок 2

Колония мицелиального гриба на поверхности питательной среды Сабуро с теллуритом калия после 48 часов инкубации.

Figure 2. Mycelial fungus colony on the surface of Sabouraud agar with potassium tellurite after 48 hours of incubation

 

При микроскопии были обнаружены типичные для мукормицетов морфологические признаки [4] – широкие, неравномерные по толщине, несептированные гифы и спорангии с типичной колонкой. Мицелий ветвистый, без перегородок, диаметром 15-18 мкм, со столонами  разной степени искривления, разветвляющийся под углом 45-900 на гиалиновые нити. Спорангии 30-40 мкм, грушевидные, располагаются группами по 2-5, хламидоспоры концевые, на ножках (рис. 3).

 

Рисунок 3

Микроскопия мицелиального гриба, увеличение ×200. А – группа спорангиев; В, С – несептированные гифы с характерным ветвлением.

Figure 3. Microscopy of mycelial fungus, magnification ×200. A, group of sporangia; B, C, unseparated hyphae with characteristic branching

 

При анализе полученных масс-спектров была установлена видовая принадлежность исследуемого микроорганизма: Lichtheimia corymbifera со Score 2,00.

Род Lichtheimia принадлежит семейству Lichtheimiaceae, порядок Mucorales. Род Lichtheimia в настоящее время содержит шесть признанных видов: L. lakesleeana, L. brasiliensis, L. corymbifera, L. ornata, L. ramosa и L. sphaerocystis, из которых L. corymbifera и L. ramosa признаны клинически важными видами [18], обуславливающими развитие COVID-M, характеризующегося высокой летальностью [1].

Согласно современным научным данным, Lichtheimia corymbifera является одним из основных видов мукормицетов, обуславливающих развитие мукормикозов у людей, перенесших COVID-19 на фоне коморбидной патологиии, в частности неконтролируемого сахарного диабета 2 типа и длительной массивной терапии глюкокортикостероидами [8, 13].

После 7 дневного лечения противогрибковым препаратом проведено оперативное вмешательство ­­­­– эндоскопическая правосторонняя полисинусотомия с некрэктомией структур полости носа.  На 1 этапе: под внутривенной анальгезией и местной анальгезией раствором 2% лидокаина (6,0 мл) полость носа слева осмотрена торцевым эндоскопом. Визуализированы и  удалены корки в общем носовом ходе, полость носа слева промыта раствором Хлоргексидина, слизистая оболочка не изменена, все структуры сохранены. На 2 этапе  осмотрена торцевым эндоскопом полость носа справа. Визуализирована и  удалена щипцами Блэксли некротически измененная средняя носовая раковина. Резецирован обратным выкусывателем крючковидный отросток справа. Расширено естественное соустье правой верхнечелюстной пазухи. Из пазухи удалены гнойно-некротические массы со слоистыми тяжами. Последовательно вскрыты передние и частично задние клетки решетчатого лабиринта справа, все полипозно-некротические массы удалены. На 3-м этапе удалены щипцами некротические массы в задних отделах перегородки носа справа. Остановлено обильное кровотечение. Наложены гемостатические губки. Выполнена передняя тампонада полости носа. Полученный в ходе операции патологический материал отправлен на гистологическое исследование, результаты которого также подтвердили диагноз риноорбитальный мукормикоз.

На третий день после операции больная была выписана из стационара со значительным улучшением: нормализацией носового дыхания, отсутствием некрозов и корочек в полости носа, отсутствием гнилостного запаха и отделяемого из носа. При дальнейшем амбулаторном наблюдении пациентка жалоб не предъявляла, при осмотре: носовое дыхание свободное, отделяемого из носа нет.

Заключение.Рассмотренный случай постковидного риноорбитального мукормикоза показал, что грамотно поставленный по данным клинического осмотра предварительный диагноз, подтвержденный бактериоскопически и бактериологически, своевременно назначенное и проведенное комплексное хирургическое и терапевтическое лечение позволили достичь стойкого излечения пациентки от заболевания, характеризующегося высокой летальностью.  В то же время, анамнез данной больной является показательным примером того, что  районные клинико-диагностические лаборатории до сих пор при бактериоскопии проб клинического материала в большей степени ориентированы на обнаружение дрожжеподобных, чем плесневых грибов - возбудителей инвазивных микозов. При этом лабораторное заключение выдается при обнаружении спор грибов, в то время как основным различием между высшими, низшими плесенями и дрожжеподобными грибами является разное строение мицелия.  И именно эта характеристика служит основанием для постановки предварительного лабораторного диагноза, позволяющего своевременно назначить адекватное лечение. В то же время, выделение и идентификация чистой культуры возбудителя обеспечивает не только подтверждение правильного диагноза и коррекцию назначаемой терапии, но и позволяет осуществлять мониторинг  циркуляции штаммов возбудителей микозов, способных контаминировать объекты окружающей среды и вызвать групповые заболевания в медицинских организациях у особо уязвимых контингентов больных с иммунодефицитными состояниями различного генеза, в том числе обусловленными новой коронавирусной инфекцией COVID-19.

×

About the authors

Anna Georgievna Tochilina

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Email: lab-lb@yandex.ru

Ph.D., Senior Researcher of Laboratory of a Human's Microbiome and Means of its Correction

Russian Federation

Anna Yurevna Popova

Federal Service for Surveillance of Consumer Rights Protection and Human Wellfare

Email: depart@gsen.ru

Ph.D., MD (Medicine), Professor, Head of Federal Service for Surveillance of Consumer Rights Protection and Human Wellfare

Russian Federation

Yulia Viktorovna Demina

Federal Service for Surveillance of Consumer Rights Protection and Human Wellfare

Email: deminajv@gsen.ru

Ph.D., MD (Medicine), Professor, Head of the Department of Epidemiological Surveillance of Federal Service for Surveillance of Consumer Rights Protection and Human Wellfare

Russian Federation

Natalya Nikolaevna Zaytseva

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Email: zaytseva@nniiem.ru

Ph.D., MD (Medicine), director of Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Russian Federation

Natalya Sergeevna Kucherenko

Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Welfare in Nizhny Novgorod region

Email: sanepid@sinn.ru

Head of the Department of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Welfare in Nizhny Novgorod region

Russian Federation

Arkadyi Nikolaevich Denisenko

City Hospital No. 35 of the Sovetsky District of Nizhny Novgorod

Email: host35@inbox.ru

Ph.D. (Medicine), Head of the City Hospital No. 35 of the Sovetsky District of Nizhny Novgorod

Russian Federation

Irina Viktorovna Belova

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Email: lab-lb@yandex.ru

Ph.D. (Medicine), Leading Researcher of Laboratory of a Human's Microbiome and Means of its Correction  of Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Russian Federation

Grigoryi Andreevich Belozerov

City Hospital No. 35 of the Sovetsky District of Nizhny Novgorod

Email: host35@inbox.ru

Head of the otorhinolaryngological department of the City Hospital No. 35 of the Sovetsky District of Nizhny Novgorod

Russian Federation

Anastasia Viktorovna Polyanina

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Email: polyanina.anastasia@yandex.ru

Ph.D. (Medicine), Deputy Director Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Russian Federation

Natalya Alexandrovna Sadykova

Department of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Welfare in Nizhny Novgorod region

Email: sanepid@sinn.ru

Deputy Head of the Department of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Welfare in Nizhny Novgorod region

Russian Federation

Irina Vladlenovna Soloveva

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Author for correspondence.
Email: lab-lb@yandex.ru

Ph.D., BD (Biology), Associate Professor, Leading researcher - Head of the Laboratory of the Human Microbiome and Means of its Correction of Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology

Russian Federation

References

  1. Временные методические рекомендации. Профилактика, диагностика и лечение новой коронавирусной инфекции (COVID-19). Версия 15 от 22.02.2022. Москва, 2022. 233 с.
  2. Долгополов И.С., Менткевич Г.Л., Рыков М.Ю., Чичановская Л.В. Неврологические нарушения у пациентов с long COVID синдромом и методы клеточной терапии для их коррекции: обзор литературы // Сеченовский вестник. 2021. Т.12, №3. С.56–67.
  3. Древаль А.В., Губкина В.А., Камынина Т.С., Лосева В.А., Мельникова Е.В., Зенгер В.Г., Ашуров З.М., Исаев В.М., Слоева А.И., Макаренко М.Ф., Рябцева А.А., Лучков М.Ю., Крючкова Г.С. Три случая мукормикоза у больных сахарным диабетом (Московская область) // Проблемы эндокринологии. 2004. Т.50, №5. С.39-44.
  4. Кашкин П.Н., Хохряков М.К., Кашкин А.П. Определитель патогенных, токсигенных и вредных для человека грибов. Ленинград: Медицина, 1979. 272 с.
  5. Клиническая микробиология: Руководство для специалистов клинической лабораторной диагностики. Москва: ГЭОТАР-медиа, 2011. 480с.
  6. Лебедева М.Н. Руководство к практическим занятиям по медицинской микробиологии. Москва: Медицина, 1973. 312с.
  7. Тараскина А.Е., Васильева Н.В., Пчелин И.М. и др. Молекулярно-генетические методы определения и видовой идентификации грибов порядка Mucorales в соответствии с глобальными рекомендациями по диагностике и терапии мукоромикоза (обзор литературы) // Проблемы медицинской микологии. 2020. Т.22, №1. С.3-14.
  8. Хостелиди С.Н., Зайцев В.А., Пелих Е.В., Яшина Е.Ю., Родионова О.Н., Богомолова Т.С., Авдеенко Ю.Л., Климко Н.Н. Мукормикоз на фоне COVID-19: описание клинического случая и обзор литературы // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2021. Т.23, №3. С.255-262.
  9. Чеботарь И.В., Поликарпова С.В., Бочарова Ю.А., Маянский Н.А. Использование времяпролетной масс-спектрометрии с матрично-активированной лазерной десорбцией/ионизацией (MALDI-TОF MS) для идентификации бактериальных и грибковых возбудителей III-IV групп патогенности // Лабораторная служба. 2018. Т. 7, № 2. С. 78-86.
  10. Щелканов М.Ю., Колобухина Л.В., Бургасова О.А., Кружкова И.С., Малеев В.В. COVID-19: этиология, клиника, лечение// Инфекция и иммунитет. 2020. Т.10, №3. С.421-445.
  11. Bhatt K., Agolli A., Patel M.H., Garimella R., Devi M., Garcia E., Amin H., Dominigue C., Del Castillo R.G., Sanchez-Gonzalez M. Hight mortality co-infection of COVID-19 patients: mucormycosis and other fungal infections. Discoveries, 2021, vol. 9, no. 1, е126.
  12. Burton C., Fink P., Henningsen P., Löwe B., Rief W. and on behalf of the EURONET-SOMA Group. Functional somatic disorders: discussion paper for a new common classification for research and clinical use. BMC Medicine. 2020, vol. 18, no. 1, e34.
  13. Fernández-García O., Guerrero-Torres L., Roman-Montes C.M., Rangel-Cordero A., Martínez-Gamboa A., Ponce-de-Leon A., Gonzalez-Lara M.F. Isolation of Rhizopus microsporus and Lichtheimia corymbifera from tracheal aspirates of two immunocompetent critically ill patients with COVID-19. Medical mycology case reports. 2021, vol. 33, pp. 32-37.
  14. Hernández J.L., Buckley C.J. Mucormycosis: StatPearls Publishing; Last update: april 30, 2022.
  15. Ibrahim A.S., Spellberg B., Walsh T.J., Kontoyiannis D.P. Pathogenesis of mucormycosis. Clinical Infectious Diseases, 2012, vol. 54, Issue suppl_1, pp. S16-S22.
  16. Katragkou A., Walsh T.J., Roilides E. Why is mucormycosis more difficult to cure than more common mycoses? Clinical Microbiology and Infection, 2014, vol. 20, Suppl. 6, pp. 74-81.
  17. Lin E., Moua T., Limper A.H. Pulmonary mucormycosis: clinical features and outcomes. Infection, 2017, vol. 45, no. 4, pp. 443-448.
  18. Pan J., Tsui C., Li M., Xiao K., de Hoog G.S., Verweij P.E., Cao Y., Lu H., Jiang Y. First Case of Rhinocerebral Mucormycosis Caused by Lichtheimia ornata, with a Review of Lichtheimia infections. Mycopathologia, 2020, vol. 185, no. 3, pp. 555-567.
  19. Pasero D., Sanna S., Liperi C., Piredda D., Branca G.P., Casadio L., Simeo R., Buselli A., Rizzo D., Bussu F., Rubino S., Terragni P. A challenging complication following SARS-CoV-2 infection: a case of pulmonary mucormycosis. Infection, 2021, vol. 49, no. 5, pp. 1055-1060.
  20. Reid G., Lynch J.P., Fishbein M., Clark N.M. Mucormycosis. Seminars in respiratory and critical care medicine, 2020, vol. 41, no. 1, pp. 99-114.

Supplementary files

There are no supplementary files to display.


Copyright (c) Tochilina A., Popova A., Demina Y., Zaytseva N., Kucherenko N., Denisenko A., Belova I., Belozerov G., Polyanina A., Sadykova N., Soloveva I.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.

This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies