Plasmablast response during acute SARS-CoV-2 infection

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

Plasmablasts are a population of short-lived B cells that appear in the circulation shortly after vaccination and during acute infection. Plasmablasts are formed from resting B lymphocytes, from which they differ in their ability to secrete antibodies, making them similar to plasma cells. Plasmablasts are terminally differentiated cells that can form at various nodes and branches of the B cell response. The plasmablast response is an indicator of the success of vaccination and also helps in predicting antibody levels after recovery or vaccination. However, the definition and classification of plasmablasts faces great experimental and theoretical difficulties. The aim of the work was to determine the characteristics of the plasmablast response during acute SARS-CoV-2 infection. The study included patients (n = 28) with a severe form of COVID-19. Blood sampling was carried out once on the 10–18th day from the moment of hospitalization. B cells were isolated by immunomagnetic separation. Cells were phenotyped using flow cytometry. Secretion of IgM and IgG was determined by ELISpot method. B cell subsets were isolated using a cell sorter. Patients with COVID-19 had an approximately fourfold increase in total plasmablast levels compared to healthy donors. An even more pronounced excess over the negative control was observed for RBD-specific plasmablasts. In terms of their composition, plasmablasts were one third IgM⁺ cells. This distribution between B-cell BCR receptor isotypes was consistent with the primary nature of the immune response in COVID-19. Approximately a third of plasmablasts carried the CD138 antigen. CD138 marker is characteristic of the late stage of plasmablast maturation and is also found on plasma cells. The CD27+CD38⁺ population was divided according to the expression of the CD138 antigen. Using the ELISpot method, we have shown that a significant portion of circulating plasmablasts are antibody-secreting cells. Among circulating plasmablasts, both early and late plasmablasts can be distinguished, which are characterized by the absence of a surface BCR, but which carry the CD138 antigen. Determining how plasmablasts relate to other B cell populations is of paramount importance for the development of new treatments for COVID-19 and for the creation of promising vaccines against SARS-CoV-2 infection.

Full Text

Введение

Плазмабласты представляют собой популяцию коротко живущих B-клеток, которые появляются в циркуляции вскоре после вакцинации и в процессе острой инфекции. Плазмабласты образуются из покоящихся В-лимфоцитов, от которых они отличаются способностью секретировать антитела, что делает их похожими на плазматические клетки. От последних они отличаются поверхностной экспрессией BCR рецептора. В отличие от наивных и коммитированных B-клеток, а также плазматических клеток, плазмабласты способны пролиферировать. Плазмабласты представляют собой терминально дифференцированные клетки, которые могут образовываться в различных точках и ветвях B-клеточного ответа [9]. В частности, плазмабласты могут генерироваться как при фолликулярном, так и экстрафолликулярном пути активации [10]. Плазмабластный ответ является показателем успешности вакцинации, а также помогает в прогнозировании уровня антител после выздоровления или вакцинации [2]. Однако определение и классификация плазмабластов сталкивается с большими экспериментальными и теоретическими трудностями [8]. При острой инфекция SARS-CoV-2 зачастую наблюдается образование большого количества плазмабластов [2], таким образом COVID-19 может являться удобным объектом для изучения плазмабластного ответа.

Материалы и методы

В исследование были включены пациенты (n = 28), получавшие стационарное лечение в ФНКЦ ФМБА России. Всем пациентам был поставлен диагноз COVID-19 на основании данных ПЦР-анализа. На момент обследования все пациенты находились в реанимационном отделении и характеризовались тяжелой формой COVID-19. Клиническое исследование выполнено в соответствии с Хельсинской декларацией Всемирной медицинской ассоциации «Этические принципы проведения научных медицинских исследований с участием человека». Все пациенты подписали добровольное информированное согласие на участие в исследовании. Протокол исследования был рассмотрен и одобрен Этическим комитетом ФГБУ «ГНЦ Институт иммунологии» ФМБА России (протокол № 12-1, 29 декабря 2020 г.). Пациенты были в возрасте от 19 до 65 лет (медиана — 45 лет), из них 15 мужчин (53,6%) и 13 женщин (46,4%). В группу сравнения были включены соотносимые по возрасту здоровые доноры (n = 12). Забор крови для исследования проводили однократно на 10–18-е сутки с момента госпитализации.

Для окрашивания лимфоцитов использовали антитела CD19-FITC, CD27-PECy5.5, CD38-PECy7, CD138-APC, анти-IgG-FITC, анти-IgM-FITC, а также белок RBD-PE. Флуоресценцию клеток регистрировали с помощью проточного цитометра CytoFLEX S (Beckman Coulter, США). Клетки сортировали на проточном сортировщике SH800S (Sony Biotechnology, США). ELISpot проводили как описано ранее [1].

Экспериментальные данные обрабатывали с использованием программы GraphPad Prism. Значимость различий между выборками оценивали с помощью критерия Манна–Уитни и критерия Уилкоксона.

Различия сравниваемых параметров считали статистически значимыми при p < 0,05. Экспериментальные данные на графиках представляли в виде медианы (столбы) и межквартильного размаха (25-й и 75-й процентили; усы).

Результаты и обсуждение

Одним из самых ранних проявлений B-клеточного ответа является появление циркулирующих тотальных и антигенспецифических плазмабластов [4]. Мы определяли плазмабласты как CD19⁺ клетки с высокой экспрессией антигенов CD27 и CD38. У здоровых доноров регистрировалось небольшое количество плазмабластов (медиана 1,42%, межквартильный размах от 0,58 до 1,97%). Этот уровень плазмабластов может объяснятся фоновой активацией В-лимфоцитов неопределенным кругом антигенов. У пациентов с COVID-19 наблюдалось примерно четырехкратное повышение уровня плазмабластов (медиана 4,03; межквартильный размах от 2,91 до 6,99%; p < 0,0001) (рис. 1А). Еще более выраженное превышение над отрицательным контролем наблюдалось для RBD-специфичных плазмабластов (медиана 8,03; межквартильный размах от 3,81 до 17,38%) (рис. 1Б).

 

Рисунок 1. Показатели плазмабластного ответа у пациентов страдающих COVID-19

Figure 1. Indicators of plasmablast response in patients with COVID-19 

Примечание.  А — Доля общих плазмабластов (CD27⁺CD38⁺) в популяции CD19+ клеток (справа).
Для сравнения приведены данные из группы здоровых доноров (слева). Б — доля RBD-специфических В-клеток в популяциях плазмабластов (слева) и В-клеток памяти (справа). Пунктирной линией обозначен  базовый уровень у здоровых доноров. В — доля клеток, экспрессирующих поверхностный IgM (слева) или IgG (справа), в популяции плазмабластов. Г — доля CD138+ клеток в популяциях плазмабластов (слева) и В-клеток памяти (справа). Цифрами указаны медианы% позитивных клеток. *** — p < 0,001, **** — p < 0, 0001.
Note. A — Proportion of total plasmablasts (CD27⁺CD38⁺) in the population of CD19+ cells. For comparison, data from a group of healthy donors are presented. B — proportion of RBD-specific B cells in the populations of plasmablasts (left) and memory B cells (right). The dotted line indicates the baseline level in healthy donors. C — proportion of cells expressing surface IgM (left) or IgG (right) in the plasmablast population. D — proportion of CD138+ cells in the populations of plasmablasts (left) and memory B cells (right). The numbers indicate the median% of positive cells. *** — p < 0.001, **** — p < 0.0001.

 

Рисунок 2.  Репрезентативный ELISpot, показывающий клетки, секретирующие антитела IgM (слева) или IgG (справа), в популяциях CD138⁺ (верхний ряд) и CD138– (нижний ряд) плазмабластов.

Figure 2. Representative ELISpot showing cells secreting IgM (left) or IgG antibodies (right) in the CD138⁺ (top row) and CD138– (bottom row) plasmablast populations.
Примечание. Цифры, указанные над лунками, указывают количество положительных клеток, общее количество клеток в лунке и процент положительных клеток.
Note. The numbers above the wells indicate the number of positive cells, the total number of cells in the well, and the percentage of positive cells.

 

При этом доля RBD-специфичных лимфоцитов среди B-клеток памяти находилась на уровне 0,48% (межквартильный размах от 0,15 до 0,97%), что немного превышало базовый уровень у здоровых доноров (0,2%). Это свидетельствует том, что к моменту забора крови (10–18 дни) антигенспецифические B-клетки памяти еще не сформировались и плазмабласты представляли единственный тип B-клеток, которые обеспечивали гуморальный иммунитет у пациентов в острой фазе SARS-CoV-2-инфекции. По своему составу плазмабласты в основном являлись IgM⁺ клетками (медиана 35,55; межквартильный размах от 13,68 до 45,08%). Доля плазмабластов с поверхностным IgG была значительно ниже (медиана 5,37; межквартильный размах от 3,33 до 13,28%; p < 0,0001). Такое распределение между изотипами B-клеточных рецепторов BCR соответствует первичному характеру иммунного ответа при COVID-19. Обращает на себя внимание, что сумма долей IgM⁺ и IgG⁺ клеток равнялось примерно 40%. Ограничением нашего исследования являлось то, что мы не учитывали долю IgA⁺ клеток, однако даже с учетом этих клеток суммарная доля Ig⁺ клеток будет заметно ниже 100%. Мы предполагаем, что в популяции плазмабластов присутствуют как более ранние (sIg⁺), так и более поздние (sIg⁻) клетки. Для того чтобы оценить долю более поздних плазмабластов мы определили количество CD138⁺ клеток. Действительно довольно значительная часть плазмабластов (медиана 27,40; межквартильный размах от 19,78 до 53,13%; рис. 1Г) несла этот маркер поздней стадии созревания плазмабластов, который более характерен для плазматических клеток.

 

При этом следует отметить, что у 4-х пациентов доля CD138⁺ клеток была выше 40%. Среди B-клеток памяти доля CD138⁺ клеток не превышала 5%, что соответствовало порогу детекции этого параметра. Таким образом вполне вероятно, что среди циркулирующих плазмабластов заметную долю составляют поздние плазмабласты, которые характеризуются отсутствием поверхностного BCR, но которые несут антиген CD138. В нескольких случаях популяция CD27⁺CD38⁺ была разделена по экспрессии антигена CD138. На рис. 2А представлены репрезентативные ELISpot данные, которые показывают клетки, секретирующие антитела IgM (слева) или IgG (справа) в популяциях CD138⁺ и CD138⁻ плазмабластов. Судя по полученным данным, заметная доля как среди ранних, так и более поздних плазмабластов являлись антителосекретирующими клетками.

Плазмабласты являются популяцией В-лим фоцитов, которая сочетает в себе функциональные активности, характерные для оппозитных популяций В-лимфоцитов. В силу этого обстоятельства классификация плазмабластов и их позиционирование в общей схеме B-клеточного ответа сталкивается со значительными трудностями. Распространенным мнением является то, что плазмабласты представляют собой терминально дифференцированные клетки и, что они не превращаются ни в B-клетки памяти, ни плазматические клетки [6]. Однако в некоторых случаях, например, при инфекции малярийного плазмодия, было показано, что плазмабласты могут образовываться из B-клеток памяти [7] или быть предшественниками плазматических клеток [5].

В настоящей работе показано, что при SARS-CoV-2-инфекции, протекающей в тяжелой форме, развивается выраженный плазмабластный ответ. Циркулирующие плазмабласты характеризуются экспрессией поверхностных IgM и IgG и секрецией соответствующих антител. Среди плазмабластов можно выделить как ранние, так и более поздние популяции.

Плазмабласты, B-клетки герминативных центров, B-клетки памяти и плазматические клетки представляют собой различные ветви и стадии B-клеточного иммунитета. Определение того, как эти популяции взаимодействуют между собой, имеет первостепенное значение для разработки методов лечения COVID-19 и для создания перспективных вакцин против SARS-CoV-2-инфекции.

×

About the authors

Maria G. Byazrova

National Research Center — Institute of Immunology of the Federal Medical-Biological Agency;
Peoples’ Friendship University of Russia of the Ministry of Science and Higher Education of the Russian Federation

Author for correspondence.
Email: mbyazrova@list.ru

Researcher, Laboratory of Immunochemistry

Россия, Moscow; Moscow

M. M. Sukhova

National Research Center — Institute of Immunology of the Federal Medical-Biological Agency; Lomonosov Moscow State University

Email: mbyazrova@list.ru

Junior Researcher, Laboratory of Immunochemistry

Россия, Moscow; Moscow

A. A. Mikhailov

National Research Center — Institute of Immunology of the Federal Medical-Biological Agency; Lomonosov Moscow State University

Email: mbyazrova@list.ru

Laboratory Assistant, Laboratory of Immunochemistry

Россия, Moscow; Moscow

A. F. Romanova

Lomonosov Moscow State University

Email: mbyazrova@list.ru

Junior Researcher, Laboratory of Immunochemistry

Россия, Moscow

G. M. Yusubaliyeva

Federal Research and Clinical Center for Specialized Types of Medical Care and Medical Technologies of the Federal Medical-Biological Agency

Email: mbyazrova@list.ru

PhD (Medicine), Senior Researcher, Laboratory of Cellular Technologies

Россия, Moscow

A. V. Filatov

National Research Center — Institute of Immunology of the Federal Medical-Biological Agency; Lomonosov Moscow State University

Email: mbyazrova@list.ru
Россия, Moscow; Moscow

References

  1. Бязрова М.Г., Астахова Е.А., Спиридонова А.Б., Васильева Ю.В., Прилипов А.Г., Филатов А.В. Стимуляция В-лимфоцитов человека in vitro с помощью ИЛ-21/CD40L и их характеристика // Иммунология. 2020. Т. 41, № 1. С. 18–27. [Byazrova M.G., Astakhova E.A., Spiridonova A.B., Vasileva Yu.V., Prilipov A.G., Filatov A.V. IL-21/CD40L stimulation of human B-lymphocytes in vitro and their characteristics. Immunologiya = Immunologiya, 2020, vol. 41, no. 6, pp. 18–27. (In Russ.)] doi: 10.33029/0206-4952-2020-41-6-00-00
  2. Appanna R., Kg S., Xu M.H., Toh Y.X., Velumani S., Carbajo D., Lee C.Y., Zuest R., Balakrishnan T., Xu W., Lee B., Poidinger M., Zolezzi F., Leo Y.S., Thein T.L., Wang C.I., Fink K. Plasmablasts during acute Dengue infection represent a small subset of a broader virus-specific memory B cell pool. EBioMedicine, 2016, vol. 12, pp. 178–188. doi: 10.1016/j.ebiom.2016.09.003
  3. Byazrova M., Yusubalieva G., Spiridonova A., Efimov G., Mazurov D., Baranov K., Baklaushev V., Filatov A. Pattern of circulating SARS-CoV-2-specific antibody-secreting and memory B-cell generation in patients with acute COVID-19. Clin. Transl. Immunology, 2021, vol. 10, no. 2: e1245. doi: 10.1002/cti2.1245
  4. Kuri-Cervantes L., Pampena M.B., Meng W., Rosenfeld A.M., Ittner C.A.G., Weisman A.R., Agyekum R.S., Mathew D., Baxter A.E., Vella L.A., Kuthuru O., Apostolidis S.A., Bershaw L., Dougherty J., Greenplate A.R., Pattekar A., Kim J., Han N., Gouma S., Weirick M.E., Arevalo C.P., Bolton M.J., Goodwin E.C., Anderson E.M., Hensley S.E., Jones T.K., Mangalmurti N.S., Luning Prak E.T., Wherry E.J., Meyer N.J., Betts M.R. Comprehensive mapping of immune perturbations associated with severe COVID-19. Sci. Immunol., 2020, vol. 5, no. 49: eabd7114. doi: 10.1126/sciimmunol.abd7114
  5. Papillion A.M., Kenderes K.J., Yates J.L., Winslow G.M. Early derivation of IgM memory cells and bone marrow plasmablasts. PLoS One, 2017, vol. 12, no. 6: e0178853. doi: 10.1371/journal.pone.0178853
  6. Pracht K., Meinzinger J., Daum P., Schulz S.R., Reimer D., Hauke M., Roth E., Mielenz D., Berek C., Côrte-Real J., Jäck H.M., Schuh W. A new staining protocol for detection of murine antibody-secreting plasma cell subsets by flow cytometry. Eur. J. Immunol., 2017, vol. 47, no. 8, pp. 1389–1392. doi: 10.1002/eji.201747019
  7. Rodda L.B., Pepper M. Metabolic constraints on the B cell response to malaria. Nat. Immunol., 2020, vol. 21, no. 7, pp. 722–724. doi: 10.1038/s41590-020-0718-1
  8. Sanz I., Wei C., Jenks S.A., Cashman K.S., Tipton C., Woodruff M.C., Hom J., Lee F.E. Challenges and opportunities for consistent classification of human B cell and plasma cell populations. Front. Immunol., 2019, vol. 10: 2458. doi: 10.3389/fimmu.2019.02458
  9. Shlomchik M.J., Weisel F. B cell primary immune responses. Immunol. Rev., 2019, vol. 288, no. 1, pp. 5–9. doi: 10.1111/imr.12756
  10. Woodruff M.C., Ramonell R.P., Nguyen D.C., Cashman K.S., Saini A.S., Haddad N.S., Ley A.M., Kyu S., Howell J.C., Ozturk T., Lee S., Suryadevara N., Case J.B., Bugrovsky R., Chen W., Estrada J., Morrison-Porter A., Derrico A., Anam F.A., Sharma M., Wu H.M., Le S.N., Jenks S.A., Tipton C.M., Staitieh B., Daiss J.L., Ghosn E., Diamond M.S., Carnahan R.H., Crowe J.E. Jr., Hu W.T., Lee F.E., Sanz I. Extrafollicular B cell responses correlate with neutralizing antibodies and morbidity in COVID-19. Nat. Immunol., 2020, vol. 21, no. 12, pp. 1506–1516. doi: 10.1038/s41590-020-00814-z

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Figure 1. Indicators of plasmablast response in patients with COVID-19

Download (858KB)
Indexing metadata
3. Figure 2. Representative ELISpot showing cells secreting IgM (left) or IgG antibodies (right) in the CD138+ (top row) and CD138– (bottom row) plasmablast populations.

Download (597KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2024 Byazrova M.G., Sukhova M.M., Mikhailov A.A., Romanova A.F., Yusubaliyeva G.M., Filatov A.V.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 64788 от 02.02.2016.


This website uses cookies

You consent to our cookies if you continue to use our website.

About Cookies