The authentic live influenza cell-based vaccine and its imitations

Cover Page


Cite item

Full Text

Abstract

The problem of transferring the technology of influenza vaccine production from developing chicken embryos to mammalian cell culture has been discussed for many years. The technologies being developed for the production of cell-based vaccines rely on two promising substrates — continuous Vero and MDCK cell lines, which effectively support the replication of influenza viruses of various subtypes. In 2018, the WHO issued the first recommendations on the composition of influenza vaccines produced in mammalian cell culture. Since then, the WHO has issued separate recommendations for egg-based and cell-based vaccines for the upcoming epidemic season. The cell-based influenza vaccine has a number of undeniable advantages: the possibility of mass production of the vaccine preparation, which is particularly important during a pandemic, and the lack of an allergenic factor such as egg white in the vaccine. It is also believed that conventional egg-based influenza vaccines may be less effective than cell-based vaccines due to acquired adaptive “egg” mutations. All of the above suggests that the development of appropriate cellular systems highly sensitive to currently circulating influenza virus strains and capable of ensuring the accumulation of large amounts of viral biomass is of considerable practical interest. If we compare two conventional influenza vaccines, inactivated and live, the latter has a number of advantages, such as a non-injection route of administration, a broader spectrum of protection, high yield, low cost, simplicity of the production process, etc. If we add to this a new — cellular — substrate for the production and accumulation of viral biomass, we have the prospect of developing a vaccine preparation with virtually no drawbacks. Despite the obvious advantages of cell culture as a substrate for influenza vaccine production, some influenza vaccines, including live attenuated cold-adapted influenza vaccine, are still produced in the developing chicken embryos. Therefore, we considered it appropriate to collect the available scientific literature on the development of approaches for the production of a live influenza cold-adapted cell-based vaccine.

Full Text

Введение

С того времени, как было установлено, что развивающиеся куриные эмбрионы могут полноценно заменить чувствительных животных для выделения и накопления вирусов гриппа, гриппозные вакцины, как инактивированные, так и живые, начали производить в развивающихся куриных эмбрионах. Однако на протяжении уже целого ряда лет активно обсуждается проблема перевода производства гриппозных вакцин на другой субстрат — в культуру клеток. Интерес к этому направлению не иссякает.

Разработка технологий производства культуральных гриппозных вакцин ведется давно, но только в 2000-х гг. они получили признание и распространение [11, 18, 20, 27, 28, 30, 41, 42]. Наиболее перспективными субстратами для производства культуральных гриппозных вакцин считаются перевиваемые клеточные линии обезьяньего (Vero) и собачьего (MDCK) происхождения, которые поддерживают эффективную репродукцию вирусов гриппа различных подтипов. До 2018 г. единственным одобренным ВОЗ субстратом для производства гриппозных вакцин были куриные эмбрионы. В сентябре 2018 г. были сделаны первые рекомендации ВОЗ по составу гриппозных вакцин, подготовленных в культуре клеток [47], но еще в ноябре 2012 г. FDA (США) одобрила применение первой культуральной субъединичной инактивированной вакцины Flucelvax против сезонного гриппа, приготовленной в клетках MDCK, для лиц старше 18 лет [17]. В настоящее время Flucelvax применяют для лиц старше 6 месяцев [15]. Три культуральных живых гриппозных вакцины (ЖГВ) прошли первую фазу клинических испытаний: 1) сезонная культуральная вакцина на линии Vero [38]; все этапы приготовления вакцины были сделаны исключительно в клетках Vero, включая выделение эпидемических вирусов и создание нового донора аттенуации; хотя вакцина зарекомендовала себя как хорошо переносимая и иммуногенная, ее дальнейшие исследования были приостановлены; 2) сезонная ЖГВ, полностью подготовленная в суспензионной культуре клеток MDCK [21] и 3) пандемическая H5N1 ЖГВ на клетках линии Vero [33, 44].

В 2011 г. были опубликованы результаты совместной разработки новосибирского ФБУН ГНЦ ВБ «Вектор» Роспотребнадзора и отдела вирусологии им. А.А. Смородинцева ИЭМа по созданию живой культуральной MDCK-вакцины «Вектор-Флю» против пандемического гриппа 2009 г. на основе вакцинного штамма, разработанного в отделе вирусологии ИЭМа [3]. Результатом этого сотрудничества стал патент на способ получения сезонной и пандемической культуральной ЖГВ [7]. Предложенный способ включает культивирование вакцинного вируса в ферментерах в клетках MDCK в бессывороточной среде SFM4MegaVir на микроносителях. В качестве прототипа использован американский патент на способ получения микрокапсулированной формы ЖГВ для интраназального применения, включающий культивирование вакцинного штамма вируса гриппа на культуре клеток MDCK в бессывороточной питательной среде и получение микрокапсул [10].

Несмотря на очевидные преимущества культуры клеток в качестве субстрата для производства гриппозных вакцин, некоторые гриппозные вакцины, и среди них ЖГВ, традиционно продолжают производить в развивающихся куриных эмбрионах. Поэтому нам представилось целесообразным собрать доступную научную литературу о разработке подходов к созданию живой гриппозной холодоадаптированной (ХА) культуральной вакцины.

Обоснование необходимости разработки культуральных вакцин

По признанию ВОЗ, в случае наступления пандемической по гриппу ситуации живые гриппозные вакцины (ЖГВ) находятся на передней линии борьбы с инфекцией, поскольку обладают целым рядом неоспоримых преимуществ перед инактивированными вакцинами, в числе которых следует указать неинъекционный путь введения, более широкий спектр защиты, высокую урожайность, низкую себестоимость, простоту производственного процесса и др. [46]. В настоящее время производство ЖГВ основано на экономически неоправданном использовании развивающихся куриных эмбрионов в качестве сырья для выделения и последующего выращивания вируса. Это достаточно трудоемкий процесс, поскольку каждый эмбрион должен быть простерилизован, заражен вирусом и инкубирован перед сбором вируссодержащей аллантоисной жидкости. Большинство инактивированных гриппозных вакцин также готовится в куриных эмбрионах. При этом для одной дозы инактивированной вакцины требуется как минимум 1–2 куриных эмбриона. Из такого же количества куриных эмбрионов (1–2) можно изготовить 10–15 доз живой вакцины [31]. Это в 10 раз меньше, но тоже достаточно много. Для сезонного производства вакцин ежегодно требуются миллионы куриных эмбрионов, а в случае возникновения пандемии их число будет увеличиваться в геометрической прогрессии.

Отсюда следует, что разработка адекватных культуральных клеточных систем, достаточно чувствительных к циркулирующим штаммам вируса гриппа и способных обеспечить накопление больших количеств вирусной биомассы, представляет значительный практический интерес.

Еще в 1990-х гг. были показаны преимущества для производства гриппозных вакцин вирусов, выделенных в культуре клеток, по сравнению с вирусами, выделенными в куриных эмбрионах. Было высказано предложение производителям, изучающим перспективы использования клеточных культур для производства вакцин, свести к минимуму уровни «яичных» пассажей вируса, выделенного в клетках, и по возможности избегать замены «культурального» вируса на его «яичный» вариант, поскольку они могут отличаться по антигенным свойствам [37].

Живая гриппозная вакцина стимулирует более широкий защитный эффект по сравнению с инактивированной вакциной, приготовленной против того же штамма [16, 26, 29, 39]. Но даже инактивированные вакцины, подготовленные на основе выделенных в клетках млекопитающих вирусов гриппа, стимулировали формирование большего количества перекрестно-реагирующих сывороточных антител и защищают экспериментальных животных от гриппозной инфекции лучше, чем вакцины, изготовленные из вирусов, выделенных и накопленных в куриных эмбрионах [9, 24].

Разработчики вакцинных штаммов для отечественной ЖГВ начали активно заниматься проблемой перевода подготовки живой гриппозной вакцины на более выгодное и экономичное сырье — культуру клеток. Была продемонстрирована принципиальная возможность использования культуры клеток MDCK как альтернативного развивающимся куриным эмбрионам субстрата для основных этапов подготовки и культивирования вакцинных штаммов ЖГВ. Было установлено, что вакцинные штаммы отечественной ЖГВ обладают уникальным свойством природной адаптации к культурам клеток. Инфекционная активность вакцинных штаммов ЖГВ в развивающихся куриных эмбрионах соответствовала таковой в культуре клеток [1, 22, 25]. Поэтому для перевода подготовки ЖГВ в культуру клеток не требовалось дополнительного пассирования вакцинных штаммов с целью их адаптации к самым распространенным для производства гриппозных вакцин культурам — Vero и MDCK [1, 25, 48, 49], хотя позднее такие попытки были предприняты.

В первой половине 2000-х гг. целый ряд ведущих зарубежных производителей гриппозных вакцин, таких, как MedImmune [6], Novartis [43], Baxter [4], GSK Vaccines GmbH [19], Flugen Ink. [12], Shering-Plou Ltd. [5] и др., запатентовали методы накопления в культурах клеток вирусной биомассы для ее последующего использования (в том числе — на территории России) в качестве основы противовирусных вакцин. Эти методы обеспечивают высоковоспроизводимые, эффективные и масштабируемые процессы получения больших количеств вируса (в частности, вируса гриппа) или вирусного антигена в биореакторах с перевиваемыми клеточными линиями для профилактического, диагностического, иммунотерапевтического или терапевтического применения. Все они с разными вариациями включают следующие основные моменты:

  1. использование адгезионных клеток млекопитающих (MDCK или Vero), депонированных в Американскую коллекцию типовых культур (АТСС);
  2. применение бессывороточных сред, не требующих замены в биореакторах;
  3. использование биореакторов с микроносителями или суспензионных культур, культивируемых без микроносителей.

По сравнению с технологией производства гриппозных вакцин в куриных эмбрионах, время производства культуральных вакцин и риск контаминации во время производственного процесса ниже, культуральные вакцины безопасны для людей с аллергией на яичный белок, а их производство возможно без использования животных компонентов. Кроме того, пассирование вируса в куриных эмбрионах может вызвать (и вызывает) появление адаптационных мутаций. Культуральная вакцина лишена этих недостатков. В обозримом будущем вакцины на основе клеточных культур могут заменить обычный трудоемкий способ производства «яичных» вакцин, в том числе и с использованием генно-инженерных технологий.

Aldreán с соавт. [8], проанализировав опубликованные в 2010–2020 гг. результаты восьми клинических исследований, пришли к выводу, что на сегодняшний день нет достаточных доказательств того, что с точки зрения эффективности инактивированные культуральные вакцины превосходят вакцины, произведенные в развивающихся куриных эмбрионах. Однако ряд других исследователей, в том числе и те, чьи работы Aldreán с соавт. [8] включили в свое аналитическое исследование [13, 23], анонсируют преимущества культуральных вакцин.

Процесс подготовки живой гриппозной культуральной вакцины

Если ряд производителей инактивированных гриппозных вакцин уже перешел на культуру клеток в качестве субстрата, то живая гриппозная вакцина по-прежнему производится с использованием развивающихся куриных эмбрионов. В данном разделе обобщены исследования, посвященные разработке подходов к созданию живой гриппозной ХА культуральной вакцины.

Вкратце метод классической реассортации представляет собой скрещивание актуального «дикого» вируса с ХА донором аттенуации, за которым следует ряд селективных пассажей и клонирований, после которых отбираются реассортанты для ЖГВ с вакцинной формулой генома 6:2 [40, 45].

Возможны шесть основных вариантов подготовки штаммов ЖГВ методом классической реассортации (рис.), в которых варьируют субстраты для (а) выделения исходных изолятов, (б) непосредственно для процедуры реассортации и (в) для финальных этапов подготовки серий вакцинного препарата из вакцинного штамма (получение промежуточного продукта и готового лекарственного препарата).

 

Рисунок. Шесть возможных вариантов подготовки живой гриппозной холодоадаптированной реассортантной вакцины методом классической реассортации в зависимости от используемого субстрата

Figure. Six possible options for producing a live, cold-adapted reassortant influenza vaccine using the classical reassortment method, depending on the substrate used

 

Разработку культуральных вакцин можно вести в двух основных направлениях: когда все этапы приготовления вакцины производятся в клетках (вариант № 6), или только некоторые (как правило — первые) этапы подготовки вакцины проводятся в куриных эмбрионах, а заключительные этапы выполняются в клетках (варианты № 2–5). Во втором случае конечный продукт трудно назвать культуральной вакциной, в лучшем случае это — имитация настоящей культуральной вакцины (ее комбинированная, или промежуточная, форма). Тут важен еще один существенный момент — какой «дикий» вирус используется для скрещивания — выделенный в культуре клеток или в куриных эмбрионах. Если вирус «яичный» (варианты № 2–5), то практически уже не имеет значения, в какой системе далее готовится реассортант — ключевые «яичные» мутации уже изначально будут присутствовать в вирусе.

Вариант № 1. «Дикий» родительский вирус выделен от больного в развивающихся эмбрионах и ХА донор аттенуации подготовлен в развивающихся эмбрионах. Все этапы реассортации проведены в развивающихся эмбрионах. Конечный продукт — вакцинный препарат — накапливается из вакцинного штамма в развивающихся эмбрионах. Это — классическая «яичная» вакцина. Методика подготовки реассортантных штаммов для ЖГВ отработана в течение десятилетий и как правило позволяет регулярно получать кандидатные сезонные вакцины с формулой генома 6:2 [40, 45].

Вариант № 2. «Дикий» родительский вирус выделен от больного в развивающихся эмбрионах и ХА донор аттенуации подготовлен в развивающихся эмбрионах. Все этапы реассортации проведены в развивающихся эмбрионах. Конечный продукт — вакцинный препарат — накапливается из вакцинного штамма в культуре клеток [2, 34, 35].

Поскольку подготовленные в куриных эмбрионах вакцинные штаммы хорошо репродуцируются в клеточной культуре без дополнительной к ней адаптации [22, 25, 35, 49], это свойство может быть использовано на производстве для приготовления партий культуральных вакцин. Так, вакцинные штаммы как отечественной экспериментальной живой пандемической вакцины «Вектор-Флю» [2, 34, 35], так и американской инактивированной сезонной вакцины Flucelvax [32], первоначально готовятся или выращиваются в куриных эмбрионах и только на последних этапах производственного цикла накапливаются в культуре клеток [14, 32, 34, 35]. По сути, это имитация истинной культуральной вакцины. Такой подход имеет один серьезный недостаток — вакцинные вирусы, подготовленные в куриных эмбрионах, содержат адаптированные к репродукции в куриных эмбрионах мутации, которые могут повлиять на антигенные свойства вакцинного вируса.

Вариант № 3. «Дикий» родительский вирус выделен от больного в развивающихся эмбрионах и ХА донор аттенуации подготовлен в развивающихся эмбрионах. Все этапы реассортации проведены в культуре клеток [1, 36]. Конечный продукт — вакцинный препарат — накапливается из вакцинного штамма в культуре клеток. Это — комбинированная «культурально-яичная» форма вакцинного препарата.

К сожалению, отработанная годами стандартная схема реассортации, позволяющая эффективно получать в системе куриных эмбрионов реассортанты с вакцинной формулой генома 6:2, оказалась малоэффективна при получении вакцинных штаммов в культуре клеток MDCK [1]. При переводе процесса реассортации в другую систему — с куриных эмбрионов в культуру клеток MDCK процент выхода реассортантов с желаемой формулой генома 6:2 резко снижается, иногда до нуля. Так, в куриных эмбрионах частота получения реассортантов с вакцинной формулой генома составляла 44 и 67% соответственно для вирусов гриппа А и В. При скрещивании в культуре клеток MDCK вакцинные реассортанты типа А получали только в 5,7% случаев, а вакцинные штаммы типа В не удалось получить вообще [1].

Вариант № 4. «Дикий» родительский вирус выделен от больного в развивающихся эмбрионах, а ХА донор аттенуации был выделен и подготовлен в развивающихся эмбрионах или исходно выделен в них, но затем прошел ряд пассажей в культуре клеток для дополнительной адаптации. Все этапы реассортации «дикого» вируса с адаптированным к клеткам донором аттенуации проведены в культуре клеток. Конечный продукт — вакцинный препарат — накапливается из вакцинного штамма в культуре клеток [21, 38]. Такой вариант является комбинированной «культурально-яичной» формой вакцинного препарата.

Было показано, что после 8 пассажей ХА доноров аттенуации А/Ленинград/134/17/57 (H2N2) и В/СССР/60/69 в культуре клеток MDCK в генах, кодирующих внутренние белки и нейраминидазу, не было выявлено никаких изменений. В гемагглютинине донора А/Ленинград/134/17/57 (H2N2) появились две новые аминокислотные замены — Met-240-Ile и Thr-329-Ala, а в гемагглютинине донора В/СССР/60/69 — замены Asp-221-Glu и His-237-Tyr. При этом инфекционная активность в культуре клеток у непассированных доноров аттенуации и их пассажных «культуральных» вариантов существенно не отличалась, но у пассажных вариантов на 3–4 lg ЭИД50/мл снизились титры, определяемые в развивающихся куриных эмбрионах. Пассирование доноров в культуре клеток не привело к повышению процента выхода реассортантных штаммов с вакцинной формулой генома. При скрещивании в культуре клеток MDCK «диких» вирусов с пассированными донорами вакцинные реассортанты типа А получали в 2–3% случаев, а вакцинные штаммы типа В получить не удалось (И.В. Киселева, личное сообщение). Все это говорит о том, что по эффективности (весьма низкой) реассортации третий и четвертый варианты практически не отличаются между собой, и нет никакой необходимости в дополнительной адаптации к культуре клеток доноров аттенуации отечественной лицензированной «яичной» ЖГВ.

Такой проблемы с получением 6:2 реассортантов не было отмечено в работе [38], где в качестве клеточного субстрата использовали другую перевиваемую линию клеток — Vero. В культуре клеток Vero был создан ХА донор для культуральной живой гриппозной вакцины A/Singapore/1/57ca (H2N2), а сам «дикий» вирус A/Singapore/1/57 (H2N2), использованный для пассирования в клетках при пониженной температуре для получения ХА донора, был изолирован в развивающихся куриных эмбрионах. Однако позднее новой информации об этой культуральной ЖГВ в доступной научной литературе не появлялось.

Вариант № 5. «Дикий» родительский вирус выделен от больного в культуре клеток, а ХА донор аттенуации подготовлен в развивающихся эмбрионах. Реассортация проводится в культуре клеток. Конечный продукт — вакцинный препарат — накапливается из вакцинного штамма в культуре клеток [36].

Было проведено сравнительное изучение защитной эффективности ЖГВ, подготовленной в культуре клеток MDCK на основе выделенного в культуре клеток MDCK вируса A/New Caledonia/20/99 (H1N1) (вариант № 5) с вариантом № 1, где в качестве «дикого» родителя был взят тот же вирус A/New Caledonia/20/99 (H1N1), но выделенный в куриных эмбрионах (мазок от одного больного был помещен параллельно в два субстрата — куриные эмбрионы и клетки MDCK) [36]. Исследования подтвердили сопоставимые уровни защиты хорьков, вакцинированных полностью «яичной» или культуральной вакциной, от инфекции, вызванной вирусом гриппа «дикого» типа.

Вариант № 6. «Дикий» родительский вирус выделен от больного в культуре клеток и ХА донор аттенуации подготовлен в культуре клеток. Все этапы реассортации проведены в культуре клеток. Конечный продукт — вакцинный препарат — накапливается из вакцинного штамма в культуре клеток. Таким образом, весь процесс разработки вакцины, начиная от выделения вируса «дикого» типа, осуществляется в культуре ткани. В этом случае вакцинный штамм будет свободен от адаптационных «яичных» мутаций. Использование культуры ткани в качестве субстрата может сделать производство вакцины против гриппа независимым от глобальной поставки яиц и позволит легко наращивать производственный процесс.

Это аутентичная живая гриппозная культуральная вакцина, которую пока не удалось создать.

Заключение

Можно полагать, что для ХА донора внутренних генов не так важно иметь «культуральные» мутации, поскольку они возникают в гемагглютинине, который в процессе реассортации заменяется на гемагглютинин «дикого» родителя. Таким образом, вариант № 5, в котором для подготовки реассортантных вакцинных штаммов классическим методом в качестве источника внутренних генов используется «яичный» донор аттенуации, является весьма перспективным. Если же учитывать, какой низкий выход реассортантов с вакцинной формулой генома получается при классическом скрещивании «дикого» вируса с ХА донором аттенуации в культуре клеток, то в этом случае необходима разработка принципиально новых методических приемов. В частности, проблемы с трудностями реассортации могут быть решены с помощью методов обратной генетики. Обратно-генетический подход позволяет собирать в культуре клеток высоко репродуктивные вакцинные штаммы заданной формулы генома 6:2, не содержащие нежелательные мутации.

×

About the authors

Irina V. Kiseleva

Institute of Experimental Medicine

Author for correspondence.
Email: irina.v.kiseleva@mail.ru
ORCID iD: 0000-0002-3892-9873
SPIN-code: 7857-7306

DSc (Biology), Professor, Head of Laboratory of General Virology

Russian Federation, St. Petersburg

N. V. Larionova

Institute of Experimental Medicine

Email: nvlarionova@mail.ru
ORCID iD: 0000-0003-1171-3383
SPIN-code: 4709-5010

DSc (Biology), Leading Researcher, Laboratory of General Virology

Russian Federation, St. Petersburg

References

  1. Киселева И.В., Исакова И.Н., Ларионова Н.В., Олейник Е.С., Руденко Л.Г. Эффективность получения реассортантов между эпидемическими и холодоадаптированными вирусами гриппа в развивающихся куриных эмбрионах и в культуре клеток MDCK // Журнал микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии. 2007. № 6. С. 40–45. [Kiseleva I.V., Isakova I.N., Larionova N.V., Oleĭnik E.S., Rudenko L.G. Efficacy of production of reassortant of epidemic strains and cold-adapted influenza viruses in chicken embryo and MDCK cells. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunobiologii = Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunobiology, 2007, no. 6, pp. 40–45. (In Russ.)]
  2. Нечаева Е.А., Радаева И.Ф., Сенькина Т.Ю., Герасименко Н.Б., Богрянцева М.П., Костылева Р.Н., Жилина Н.В., Свириденко Н.М., Зубарева К.Э., Вараксин Н.А., Рябичева Т.Г., Киселева И.В., Ларионова Н.В., Руденко Л.Г. Разработка опытно-промышленной технологии производства живой культуральной вакцины против пандемического гриппа // Биотехнология. 2013. № 6. С. 23–34. [Nechaeva E.A., Radaeva I.F., Sen’kina T.Yu., Gerasimenko N.B., Bogryantseva M.P., Kostyleva R.N., Zhilina N.V., Sviridenko T.M., Zubareva K.E., Varaksin N.A., Ryabicheva T.G., Kiseleva I.V., Larionova N.V., Rudenko L.G. Development of pilot technology for cell-based anti-influenza live attenuated pandemic vaccine manufacturing. Biotekhnologiya = Biotechnology in Russia, 2013, no. 6, pp. 23–34. (In Russ.)]
  3. Патент № 2413765 Российская Федерация, МПК A61K 39/145, C12N 7/00 (2006.01). Вакцинный штамм вируса гриппа А/17/Калифорния/2009/38 (H1N1) для производства живой гриппозной интраназальной вакцины для взрослых и для детей: № 2009136544/13; заявлено 2009.09.16; опубликовано 2011.03.10 / Ларионова Н.В., Киселева И.В., Александрова Г.И., Руденко Л.Г. Патентообладатель: Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины» (ФГБНУ «ИЭМ»). 5 с. [Patent No. 2413765 Russian Federation, Int. Cl. A61K 39/145, C12N 7/00 (2006.01). Vaccine strain of influenza virus A/17/California/2009/38 (H1N1) for production of live attenuated intranasal influenza vaccine for adults and children. No. 2009136544/13; application: 2009.09.16; date of publication: 2011.03.10 / Larionova N.V., Kiseleva I.V., Alexandrova G.I., Rudenko L.G. Proprietor: Federal State Budgetary Scientific Institution “Institute of Experimental Medicine” (FGBNU “IEM”). 5 p.]
  4. Патент № 2314344 Российская Федерация, МПК C12N 7/00 (2006.01). Способ крупномасштабного производства вирусного антигена: № 2003138408/13; заявлено 2003.12.10; опубликовано 2008.01.10 / Райтер М., Мундт В. Патентообладатель: GlaxoSmithKline Biologicals S.A. 31 с. [Patent No. 2314344 Russian Federation, Int. Cl. C12N 7/00 (2006.01). Method for large-scale production of viral antigen. No. 2003138408/13; application: 2003.12.10; date of publication: 2008.01.10 / Reiter M., Mundt W. Proprietor: GlaxoSmithKline Biologicals S.A. 31 p.]
  5. Патент № 2491339 Российская Федерация, МПК C12N 7/00, C12N 7/04 (2006.01). Способ репликации вируса гриппа в культуре: № 2009126747/10; заявлено 2009.07.16; опубликовано 2013.08.27 / Уесмоен Т.Л., Гао П., Эдди Б.А., Абдельмагид О.Ю. Патентообладатель: Schering-Plough Ltd. (Шеринг-Плау Лтд.). 19 с. [Patent No. 2491339 Russian Federation, Int. Cl. C12N 7/00, C12N 7/04 (2006.01). Method of influenza virus replication in culture. No. 2009126747/10; application: 2009.07.16; date of publication: 2013.08.27 / Wesmoen T.L., Gao P., Eddy B.A., Abdelmagid O.Y. Proprietor: Schering-Plough Ltd. 19 p.]
  6. Патент № 2547587 Российская Федерация, МПК C12N 7/00, C12N 7/04 (2006.01). Способы культивирования клеток, размножения и очистки вирусов: № 2011116124/10; заявлено 2011.04.21; опубликовано 2015.04.10 / Лю Д., Томпсон М., Маранга Л.Ж., Катаниаг Ф., Сюй С.С. Патентообладатель: MedImmune, LLC. 21 с. [Patent No. 2547587 Russian Federation, Int. Cl. C12N 7/00, C12N 7/04 (2006.01). Methods for cultivating cells, propagating and purifying viruses. No. 2011116124/10; application: 2011.04.21; date of publication: 2015.04.10 / Liu D., Thompson M., Maranga L.J., Cataniag F., Xu S.S. Proprietor: MedImmune, LLC. 21 p.]
  7. Патент № 2617051 Российская Федерация, МПК A61K 39/145, C12N 7/00 (2006.01). Способ получения микрокапсулированной формы живой культуральной вакцины против сезонного и пандемического гриппа для интраназального применения: № 2015141692; заявлено 2015.10.10; опубликовано 2017.04.19 / Нечаева Е.А., Сенькина Т.А., Радаева И.Ф., Вараксин Н.А., Рябичева Т.Г., Жилина Н.В., Думченко Н.Б., Руденко Л.Г., Киселева И.В., Исакова-Сивак И.Н. Патентообладатель: Федеральное государственное бюджетное научное учреждение «Институт экспериментальной медицины». 9 с. [Patent No. 2617051 Russian Federation, Int. Cl. A61K 39/145, C12N 7/00 (2006.01). Method for producing microencapsulated form of live culture vaccine against seasonal and pandemic influenza for intranasal administration. No. 2015141692; application: 2015.10.10; date of publication: 2017.04.19 / Nechaeva E.A., Senkina T.A., Radaeva I.F., Varaksin N.A., Ryabicheva T.G., Zhilina N.V., Dumchenko N.B., Rudenko L.G., Kiseleva I.V., Isakova-Sivak I.N. Proprietor: Federal State Budgetary Scientific Institution “Institute of Experimental Medicine”. 9 p.]
  8. Aldeán Á.J., Salamanca I., Ocaña D., Barranco J.L., Walter S. Effectiveness of cell culture-based influenza vaccines compared with egg-based vaccines: What does the literature say? Rev. Esp. Quimioter., 2022, vol. 35, no. 3, pp. 241–248. doi: 10.37201/req/117.2021
  9. Alymova I.V., Kodihalli S., Govorkova E.A., Fanget B., Gerdil C., Webster R.G. Immunogenicity and protective efficacy in mice of influenza B virus vaccines grown in mammalian cells or embryonated chicken eggs. J. Virol., 1998, vol. 72, no. 5, pp. 4472–4477. doi: 10.1128/JVI.72.5.4472-4477.1998
  10. Andrianov A.K., Chen J. Preparation of ionically cross-linked polyphosphazene microspheres by coacervation. US Patent No. 5807757. Effective date for property rights 02.07.1996. Published 15.09.1998.
  11. Audsley J.M., Tannock G.A. Cell-based influenza vaccines: progress to date. Drugs, 2008, vol. 68, no. 11, pp. 1483–1491. doi: 10.2165/00003495-200868110-00002
  12. Bilsel P., Kawaoka Y. Cell-based systems for producing influenza vaccines. International Patent No. 2351300. Effective date for property rights 11.06.2008. Published 09.06.2009.
  13. Boikos C., Sylvester G.C., Sampalis J.S., Mansi J.A. Relative Effectiveness of the Cell–Cultured Quadrivalent Influenza Vaccine Compared to Standard, Egg-derived Quadrivalent Influenza Vaccines in Preventing Influenza-like Illness in 2017–2018. Clin. Infect. Dis., 2020, vol. 68, no. 11, pp. e665–e671. doi: 10.1093/cid/ciaa371
  14. CDC. Prevention and control of seasonal influenza with vaccines. Recommendations of the Advisory Committee on Immunization Practices. United States, 2013–2014. MMWR Recomm. Rep., 2013, vol. 62, pp. 1–43.
  15. CDC. 2025. Cell-based flu vaccines. URL: https://www.cdc.gov/flu/vaccine-types/cell-based.html
  16. Cheng X., Zengel J.R., Suguitan A.L. Jr., Xu Q., Wang W., Lin J., Jin H. Evaluation of the humoral and cellular immune responses elicited by the live attenuated and inactivated influenza vaccines and their roles in heterologous protection in ferrets. J. Infect. Dis., 2013, vol. 208, no. 4, pp. 594–602. doi: 10.1093/infdis/jit207
  17. FDA. 20 November 2012. Approval Letter – Flucelvax. URL: https://web.archive.org/web/20160310193425/http://www.fda.gov/BiologicsBloodVaccines/Vaccines/ApprovedProducts/ucm328684.htm
  18. Feng S.Z., Jiao P.R., Qi W.B., Fan H.Y., Liao M. Development and strategies of cell-culture technology for influenza vaccine. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2011, vol. 89, no. 4, pp. 893–902. doi: 10.1007/s00253-010-2973-9
  19. Frech C., Lubben H., Vorlop J., Gregersen J-P. Procedure for the industrial-scale preparation of vaccines. European Patent No. 2351300. Effective date for property rights 12.09.2001. Published 02.02.2011.
  20. Genzel Y., Dietzsch C., Rapp E., Schwarzer J., Reichl U. MDCK and Vero cells for influenza virus vaccine production: a one-to-one comparison up to lab-scale bioreactor cultivation. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2010, vol. 88, no. 2, pp. 461–475. doi: 10.1007/s00253-010-2742-9
  21. Heldens J., Hulskotte E., Voeten T., Breedveld B., Verweij P., Van Duijnhoven W., Rudenko L., Van Damme P., Van Den Bosch H. Safety and immunogenicity in man of a cell culture derived trivalent live attenuated seasonal influenza vaccine: a Phase I dose escalating study in healthy volunteers. Vaccine, 2014, vol. 32, no. 39, pp. 5118–5124. doi: 10.1016/j.vaccine.2014.05.030
  22. Hussain A.I., Cordeiro M., Sevilla E., Liu J. Comparison of egg and high yielding MDCK cell-derived live attenuated influenza virus for commercial production of trivalent influenza vaccine: in vitro cell susceptibility and influenza virus replication kinetics in permissive and semi-permissive cells. Vaccine, 2010, vol. 28, no. 22, pp. 3848–3855. doi: 10.1016/j.vaccine.2010.03.005
  23. Izurieta H.S., Chillarige Y., Kelman J., Wei Y., Lu Y., Xu W., Lu M., Pratt D., Chu S., Wernecke M., Macurdy T., Forshee R. Relative Effectiveness of Cell-Cultured and Egg-Based Influenza Vaccines Among Elderly Persons in the United States, 2017–2018. J. Infect. Dis., 2019, vol. 220, no. 8, pp. 1255–1264. doi: 10.1093/infdis/jiy716
  24. Katz J.M., Webster R.G. Efficacy of inactivated influenza A virus (H3N2) vaccines grown in mammalian cells or embryonated eggs. J. Infect. Dis., 1989, vol. 160, no. 2, pp. 191–198. doi: 10.1093/infdis/160.2.191
  25. Kiseleva I., Su Q., Toner T.J., Szymkowiak C., Kwan W.S., Rudenko L., Shaw A.R., Youil R. Cell-based assay for the determination of temperature sensitive and cold adapted phenotypes of influenza viruses. J. Virol. Methods, 2004, vol. 116, no. 1, pp. 71–78. doi: 10.1016/j.jviromet.2003.10.012
  26. Lanthier P.A., Huston G.E., Moquin A., Eaton S.M., Szaba F.M., Kummer L.W., Tighe M.P., Kohlmeier J.E., Blair P.J., Broderick M., Smiley S.T., Haynes L. Live attenuated influenza vaccine (LAIV) impacts innate and adaptive immune responses. Vaccine, 2011, vol. 29, no. 44, pp. 7849–7856. doi: 10.1128/mbio.01040-13
  27. Lee M.S., Hu A.Y. A cell-based backup to speed up pandemic influenza vaccine production. Trends Microbiol., 2012, vol. 20, no. 3, pp. 103–105. doi: 10.1016/j.tim.2011.12.002
  28. Liu J., Shi X., Schwartz R., Kemble G. Use of MDCK cells for production of live attenuated influenza vaccine. Vaccine, 2009, vol. 27, no. 46, pp. 6460–6463. doi: 10.1016/j.vaccine.2009.06.024
  29. Mahallawi W.H., Zhang Q. Live attenuated influenza vaccine induces broadly cross-reactive mucosal antibody responses to different influenza strains in tonsils. Saudi J. Biol. Sci., 2023, vol. 30, no. 10: 103809. doi: 10.1016/j.sjbs.2023.103809
  30. Manini I., Trombetta C.M., Lazzeri G., Pozzi T., Rossi S., Montomoli E. Egg-independent influenza vaccines and vaccine candidates. Vaccines, 2017, vol. 5, no. 3: 18. doi: 10.3390/vaccines5030018
  31. Montomoli E., Khadang B., Piccirella S., Trombetta C., Mennitto E., Manini I., Stanzani V., Lapini G. Cell culture-derived influenza vaccines from Vero cells: a new horizon for vaccine production. Expert Rev. Vaccines, 2012, vol. 11, no. 5, pp. 587–594. doi: 10.1586/erv.12.24
  32. Moro P.L., Winiecki S., Lewis P., Shimabukuro T.T., Cano M. Surveillance of adverse events after the first trivalent inactivated influenza vaccine produced in mammalian cell culture (Flucelvax®) reported to the Vaccine Adverse Event Reporting System (VAERS), United States, 2013–2015. Vaccine, 2015, vol. 33, no. 48, pp. 6684–6688. doi: 10.1016/j.vaccine.2015.10.084
  33. Morokutti A., Muster T., Ferko B. Intranasal vaccination with a replication-deficient influenza virus induces heterosubtypic neutralising mucosal IgA antibodies in humans. Vaccine, 2014, vol. 32, no. 17, pp. 1897–1900. doi: 10.1016/j.vaccine.2014.02.009
  34. Nechaeva E.A., Ryzhikov A.B., Pyankova O.G., Radaeva I.F., Pyankov O.V., Danilchenko N.V., Agafonov A.P., Kiseleva I.V., Larionova N.V., Rudenko L.G. Study of immunogenicity and protective efficacy of live MDCK-derived pandemic influenza vaccine. Glob. J. Infect. Dis. Clin. Res., 2019, vol. 5, no. 1, pp. 010–015. doi: 10.17352/2455-5363.000023
  35. Nechaeva E.A., Sen’kina T.Y., Ryzhikov A.B., Radaeva I.F., P’yankova O.G., Danil’chenko N.V., Sviridenko T.M., Bogryantzeva M.P., Gilina N.V., Varaksin N.A., Ryabicheva T.G., Kiseleva I.V., Rudenko L.G. Development of live cultural pandemic influenza vaccine Vector-Flu. BMC Proc., 2011, vol. 5, suppl. 8, p. 104. doi: 10.1186/1753-6561-5-S8-P104
  36. Palker T., Kiseleva I., Johnston K., Su Q., Toner T.J., Szymkowiak C., Kwan W.S., Rubin B., Petrukhin L., Wlochoski J., Monteiro J., Kraiouchkine N., Distefano D., Rudenko L., Shaw A.R. Protective efficacy of intranasal cold-adapted influenza A/New Caledonia/20/99 (H1N1) vaccines comprised of egg- or cell culture-derived reassortants. Virus Res., 2004, vol. 105, no. 2, pp. 183–194. doi: 10.1016/j.virusres.2004.05.009
  37. Robertson J.S., Cook P., Attwell A.M., Williams S.P. Replicative advantage in tissue culture of egg-adapted influenza virus over tissue-culture derived virus: implications for vaccine manufacture. Vaccine, 1995, vol. 13, no. 6, pp. 1583–1588. doi: 10.1016/0264-410x(95)00085-f
  38. Romanova J., Katinger D., Ferko B., Vcelar B., Sereinig S., Kuznetsov O., Stukova M., Erofeeva M., Kiselev O., Katinger H., Egorov A. Live cold-adapted influenza A vaccine produced in Vero cell line. Virus Res., 2004, vol. 103, no. 1–2, pp. 187–193. doi: 10.1016/j.virusres.2004.01.016
  39. Sasaki S., Holmes T.H., Albrecht R.A., García–Sastre A., Dekker C.L., He X.S., Greenberg H.B. Distinct cross-reactive B-cell responses to live attenuated and inactivated influenza vaccines. J. Infect. Dis., 2014, vol. 210, no. 6, pp. 865–874. doi: 10.1093/infdis/jiu190
  40. Shcherbik S., Pearce N., Kiseleva I., Larionova N., Rudenko L., Xu X., Wentworth D.E., Bousse T. Implementation of new approaches for generating conventional reassortants for live attenuated influenza vaccine based on Russian master donor viruses. J. Virol. Methods, 2016, vol. 227, pp. 33–39. doi: 10.1016/j.jviromet.2015.10.009
  41. Tapia F., Vazquez-Ramirez D., Genzel Y., Reichl U. Bioreactors for high cell density and continuous multi-stage cultivations: options for process intensification in cell culture-based viral vaccine production. Appl. Microbiol. Biotechnol., 2016, vol. 100, pp. 2121–2132. doi: 10.1007/s00253-015-7267-9
  42. Tree J.A., Richardson C., Fooks A.R., Clegg J.C., Looby D. Comparison of large-scale mammalian cell culture systems with egg culture for the production of influenza virus A vaccine strains. Vaccine, 2001, vol. 19, pp. 3444–3450. doi: 10.1016/s0264-410x(01)00053-6
  43. Tsai T.F., Heidi T. Making influenza virus vaccines without using eggs. Patent of the USA No. US 2016/0193321 A1. Effective date for property rights 05.11.2015. Published 07.07.2016.
  44. Wacheck V., Egorov A., Groiss F., Pfeiffer A., Fuereder T., Hoeflmayer D., Kundi M., Popow-Kraupp T., Redlberger-Fritz M., Mueller C.A., Cinatl J., Michaelis M., Geiler J., Bergmann M., Romanova J., Roethl E., Morokutti A., Wolschek M., Ferko B., Seipelt J., Dick-Gudenus R., Muster T. A novel type of influenza vaccine: Safety and immunogenicity of replication-deficient influenza virus created by deletion of the interferon antagonist NS1. J. Infect. Dis., 2010, vol. 201, pp. 354–362. doi: 10.1086/649428
  45. Wareing M.D., Marsh G.A., Tannock G.A. Preparation and characterisation of attenuated cold-adapted influenza A reassortants derived from the A/Leningrad/134/17/57 donor strain. Vaccine, 2002, vol. 20, no. 16, pp. 2082–2090. doi: 10.1016/s0264-410x(02)00056-7
  46. WHO. 2006. Global action plan to increase vaccine supply for influenza vaccines. URL: http://whqlibdoc.who.int/hq/2006/WHO_IVB_06.13_eng.pdf
  47. WHO. 2018. 27 September 2018. Recommended composition of influenza virus vaccines for use in the 2019 southern hemisphere influenza season. URL: https://www.who.int/publications/m/item/recommended-composition-of-influenza-virus-vaccines-for-use-in-the-2019-southern-hemisphere-influenza-season
  48. Youil R., Kiseleva I., Kwan W.S., Szymkowiak C., Toner T.J., Su Q., Klimov A., Rudenko L., Shaw A.R. Phenotypic and genetic analyses of the heterogeneous population present in the cold-adapted master donor strain: A/Leningrad/134/17/57 (H2N2). Virus Res., 2004a, vol. 102, pp. 165–176. doi: 10.1016/j.virusres.2004.01.026
  49. Youil R., Su Q., Toner T.J., Szymkowiak C., Kwan W.S., Rubin B., Petrukhin L., Kiseleva I., Shaw A.R., Distefano D. Comparative study of influenza virus replication in Vero and MDCK cell lines. J. Virol. Methods, 2004b, vol. 120, pp. 23–31. doi: 10.1016/j.jviromet.2004.03.011

Supplementary files

Supplementary Files
Action
1. JATS XML
Download
2. Figure. Six possible options for producing a live, cold-adapted reassortant influenza vaccine using the classical reassortment method, depending on the substrate used

Download (331KB)
Indexing metadata

Copyright (c) 2025 Kiseleva I.V., Larionova N.V.

Creative Commons License
This work is licensed under a Creative Commons Attribution 4.0 International License.
СМИ зарегистрировано Федеральной службой по надзору в сфере связи, информационных технологий и массовых коммуникаций (Роскомнадзор).
Регистрационный номер и дата принятия решения о регистрации СМИ: серия ПИ № ФС 77 - 64788 от 02.02.2016.