Expression of CCR6 on Helicobacter pylori-specific circulating CD4+ T cells

Full Text

Введение

Инфицирование слизистой желудка человека хеликобактером широко распространено во всем мире. Проявления этой инфекции разнообразны, и она может протекать бессимптомно или приводить к развитию различных, в том числе, опасных для жизни, заболеваний. H. pylori является одним из наиболее важных этиологических факторов развития гастрита типа В, язвенной болезни желудка и двенадцатиперстной кишки, аденокарциномы желудка и лимфомы лимфоидной ткани, ассоциированной со слизистой [4, 17]. Считается, что развитие различных форм H. pylori-инфекции зависит как от вирулентности микроорганизма, так и от индивидуальных особенностей макроорганизма, в частности, характера иммунного ответа. Иммунный ответ на эту инфекцию развивается быстро [10, 15, 18, 20], но может оказаться недостаточно эффективным для устранения возбудителя. Одной из возможных причин недостаточной эффективности ответа является способность H. pylori сдерживать развитие иммунных реакций и уклоняться от действия защитных факторов хозяина [15, 16]. Этот микроорганизм экспрессирует модифицированный, менее иммуногенный липополисахарид, нарушает миграцию и бактерицидное действие фагоцитов, его токсины и ферменты модулируют созревание и функцию дендритных клеток, угнетают активацию Т-клеток и клональную экспансию антигенспецифических Т-лимфоцитов [15, 16]. Наконец, важным механизмом уклонения от противоинфекционного иммунного ответа является индукция регуляторных Т-клеток [6, 7, 25, 26]. Показано, что индуцированные хеликобактером регуляторные Т-клетки ограничивают развитие антимикробного ответа и способствуют персистенции возбудителя, но, одновременно с этим, ослабляют воспаление в мышиной модели хеликобактерного гастрита [11, 12]. Напротив, антигенспецифические Т-хелперные клетки обладают определенным противоинфекционным действием и ограничивают распространение хеликобактера у лабораторных животных, но, в то же время, играют важнейшую роль в манифестации признаков гастрита [9, 11, 22]. У людей при H. pylori-ассоциированном гастрите наблюдается инфильтрация слизистой оболочки активированными Т-клетками [27], провоспалительными Т-хелперами первого типа (Th1) [8, 19] и противовоспалительными регуляторными Т-клетками [6, 7, 25, 26]. Обогащение инфицированной слизистой этими лимфоцитами осуществляется за счет хемотаксиса из крови в слизистую под действием хемокинов, которые продуцируются эпителиоцитами желудка в ответ на воздействие микроорганизма. По-видимому, рецепторы для этих хемокинов Т-лимфоциты приобретают при вовлечении в иммунный ответ в Пейеровых бляшках тонкого кишечника, куда поступают антигены H. pylori с пищевыми массами из желудка. По крайней мере, в мышиной модели хеликобактериоза Пейеровы бляшки критически необходимы для развития клеточной инфильтрации и воспаления слизистой желудка [13]. Предполагается, что после созревания антигенспецифические Т-клетки покидают Пейеровы бляшки и выходят в кровоток, чтобы направленно мигрировать в инфицированную слизистую, используя хемокиновые рецепторы, приобретенные при созревании.

Среди многочисленных хемокинов, синтез которых H. pylori запускает в желудке [1], наибольший рост продукции наблюдается у CCL20 и IL-8 [5, 7, 27, 28]. Соответственно, при H. pylori-инфекции следует ожидать интенсивную миграцию из крови в слизистую клеток, экспрессирующих рецептор CCR6/CD196, который распознает хемокин CCL20. В гетерогенную группу CCR6⁺ клеток крови входят дендритные клетки, В-лимфоциты и часть CD4⁺ Т-лимфоцитов, включая наиболее зрелую часть циркулирующих регуляторных Т-клеток, большинство Тh17, часть Th1, а также малочисленные Th1/Th17 и Th22 [7, 14, 23, 28, 30]. При H. pylori-инфекции наблюдается обогащение слизистой желудка CCR6⁺ дендритными клетками, В-лимфоцитами, CCR6⁺ Т-клетками с фенотипом зрелых активированных клеток памяти и CCR6⁺ регуляторными Т-клетками [7, 26, 27]. Эти наблюдения подтверждают значимость CCR6-опосредованной миграции в формировании специфического сообщества клеток иммунной системы в инфицированной слизистой. В данной работе для оценки участия циркулирующих CD4⁺CCR6⁺ Т-клеток в иммунном ответе на H. pylori мы сравнивали количество антигенспецифических клеток среди CD4⁺CCR6⁺ и CD4⁺CCR6^– клеток крови людей, инфицированных и неинфицированных H. pylori.

Материалы и методы

Исследование проведено в соответствии с положениями Хельсинкской декларации Всемирной медицинской ассоциации «Этические принципы проведения научных медицинских исследований с участием человека в качестве испытуемого» и одобрено локальным этическим комитетом ФБУН ННИИЭМ им. академика И.Н. Блохиной. Все обследованные дали информированное согласие на участие в исследовании. При исследовании действия H. pylori на фенотип моноцитов, пролиферацию лимфоцитов и сохранение экспрессии CCR6 in vitro использовалась кровь 15 взрослых здоровых доноров. При оценке индуцированной антигеном экспрессии активационных маркеров обследовали взрослых больных с подтвержденной H. pylori-инфекцией и диагнозом гастрит (N = 13, возраст — 42,58±3,23 года, мужчин — 53,84%) и взрослых доноров группы сравнения без H. pylori-инфекции (N = 7, возраст — 41,29±6,2 года, мужчин — 57,14%). Критериями исключения были прием гормональных препаратов, антибиотиков, иммуностимуляторов или вакцин в течение последнего месяца, аутоиммунные заболевания. Наличие H. pylori у больных подтверждали уреазным тестом и обнаружением ДНК возбудителя полимеразной цепной реакцией (ПЦР). Отсутствие H. pylori у доноров группы сравнения устанавливали по отсутствию антигенов H. pylori в кале и антител к возбудителю в сыворотке крови. Для поиска антигенов использовали «H&R H. pylori. One Step H. pylori Antigen Test Device» (Vegal Farmaceutica S.L., Испания). Поиск антител проводили с помощью иммуноферментных тест-систем «ИФА-Хеликобактер-IgG», «ИФА-Хеликобактер-IgА» и «ИФА-Хеликобактер CagA-антитела» (АО «ЭКОлаб», Россия).

Для иммунологических экспериментов in vitro использовали суспензии H. pylori с общим содержанием бактерий 8 × 10⁸, которые были любезно предоставлены заведующим лабораторией А.В. Матвеичевым. H. pylori хранили при температуре минус 70°С в эмбриональной телячьей сыворотке (FCS) с 10% диметилсульфоксида (DMSO). Пред использованием, бактерии размораживались, однократно отмывались центрифугированием и ресуспендировались средой RPMI-1640 (Gibco, Великобритания). Содержание возбудителя в суспензиях определяли с помощью ПЦР в реальном времени при сравнении с разведениями заранее изготовленного стандартного образца с исходной концентрацией 3 × 10⁷ H. pylori/мл (рис. 1). Для выделения ДНК использовали набор ПРОБА-НК (ДНК-технология, Россия), а для выполнения реакции — набор реагентов для ПЦР Helicobacter pylori (ДНК-технология, Россия) и прибор «Stratagene Mx3005P» (Agilent Technologies, США) в соответствии с инструкциями производителей. Для анализа результатов использовали пакет программ MxPro qPCR (Agilent Technologies, США). Морфологическую сохранность бактерий оценивали микроскопией мазков, окрашенных по Граму.

 

Рисунок 1. Пример результата ПЦР с ДНК из суспензии H. pylori

 

Мононуклеарные клетки периферической крови (PBMC) выделяли центрифугированием над слоем Диаколла-1077 (Диа-М, Россия), дважды отмывали, и ресуспендировали в полной питательной среде (ППС) следующего состава: RPMI-1640 (Gibco, Великобритания) с 10% FCS (PAA Laboratories, Австрия). PBMC высевали в 48-луночные планшеты (Costar, США) по 2 × 10⁶ клеток на лунку и инкубировали в течение 2 ч при +37°С и 5% CO₂. Затем неприкрепившиеся лимфоциты собирали, подсчитывали и пересевали в свежие лунки. По разнице количества РВМС до адгезии и неприкрепившихся лимфоцитов после адгезии рассчитывали количество засеянных моноцитов. В работе использовали лунки с расчетным количеством моноцитов от 4 × 10⁵ до 6 × 10⁵ на лунку. Прикрепленные моноциты инкубировали в ППС без дополнительных стимуляторов или с добавлением H. pylori до концентраций от 10⁴ до 10⁷ бактерий/мл. Конечный объем среды в лунках составлял 0,5 мл. Моноциты культивировали при +37°С и 5% CO₂ в течение 20 или 44 ч и использовали для оценки фенотипа. Для этого клетки окрашивали флюоресцентно меченными моноклональными антителами (mAb) к HLA-DR, CD14 (Сорбент, Россия), CD80 и CD86 (eBioscience, США). Анализ проводили на лазерном проточном цитофлюориметре «FacsCalibur» (ВD, США), гейтируя моноциты по профилю прямого (FSC) и бокового светорассеивания (SSC) и наличию HLA-DR.

В других экспериментах моноциты, нагруженные антигенами H. pylori, использовали для стимуляции лимфоцитов в сингенной смешанной культуре. Для этого моноциты культивировали 20 ч без микроорганизмов или с H. pylori в концентрации 10⁷ бактерий/мл, как это описано выше. Затем из культур отбирали среду с бактериями, моноциты осторожно промывали теплой ППС и в каждую лунку вносили лимфоциты по 10⁶ клеток в 0,5 мл ППС. Также засевали контрольную лунку лимфоцитов без моноцитов. Клетки инкубировали 72 ч, собирали и окрашивали mAb к CD4 (Сорбент, Россия), CCR6 и CD134/ОХ40 (Elabscience, Китай). Затем клетки отмывали, фиксировали и анализировали на проточном цитофлюориметре «FacsCalibur», подсчитывая долю ОХ40⁺ клеток в гейтах CD4⁺CCR6⁺ и CD4⁺CCR6^– лимфоцитов.

Для оценки пролиферации лимфоциты перед засевом в смешанную культуру окрашивали эфиром карбоксифлуоресцеина сукцинимидила (CFSE). Для этого лимфоциты дважды отмывали забуференным фосфатами физиологическим раствором без Ca и Mg (PBS) и ресуспендировали в PBS до концентрации 10⁷ клеток/мл. Непосредственно перед окрашиванием размораживали аликвоту 5 мМ раствора CFSE (eBioscience, США) на DMSO и разводили его стерильным PBS до концентрации 250 мкМ. К лимфоцитам добавляли CFSE до концентрации 2,5 мкМ и инкубировали 5 мин при +37°С и 5% CO₂. Для остановки реакции к клеткам медленно добавляли 5 мл PBS, а затем 5 мл ППС, осторожно перемешивая. Клетки осаждали, однократно отмывали, ресуспендировали в ППС и засевали в контрольные культуры и сингенные смешанные культуры с моноцитами, как это описано выше. Через 72 ч оценивали распределение CFSE в лимфоцитах с помощью проточного цитофлюориметра «FacsCalibur».

В отдельном эксперименте оценивали влияние моноцитов, нагруженных H. pylori, на сохранение рецептора CCR6 на мембране лимфоцитов. Для этого из PBMC выделяли CD4⁺CCR6⁺ Т-клетки с помощью магнитной сепарации, используя набор EasySep Human CD4⁺ T Cell Isolation Kit и реагенты CCR6⁺ Positive Selection Cocktail II, EasySep Releasable RapidSpheres 50201 и EasySep Release Buffer (Stemcell Technologies, Канада), как это было описано ранее [2]. Чистоту полученных клеток проверяли с помощью окрашивания mAb к CD4 (Сорбент, Россия) и CCR6 (Elabscience, Китай) и проточной цитофлюориметрии. Моноциты культивировали 20 ч без микроорганизмов или с H. pylori в концентрации 10⁷ бактерий/мл, отмывали и в лунки с моноцитами вносили по 1,25 × 10⁵ очищенных сингенных CD4⁺CCR6⁺ Т-клеток. Клетки культивировали 72 ч, окрашивали mAb к CCR6 и анализировали с помощью проточного цитофлюориметра «FacsCalibur», гейтируя лимфоциты по профилю FSC и SSC.

При статистическом анализе результатов антигенспецифической активации лимфоцитов использовали тест Фридмана для сравнения нескольких зависимых выборок и при отклонении нулевой гипотезы об отсутствии различий проводили сравнение пар выборок с помощью рангового теста согласованных пар Уилкоксона (далее в тексте — тест Уилкоксона). Кроме того использовали Т-тест Стьюдента для зависимых выборок и рассчитывали коэффициент корреляции Пирсона.

Результаты

Исследовали ответ моноцитов и лимфоцитов на антигены H. pylori в условиях in vitro. Двадцатичасовое культивирование моноцитов крови взрослых здоровых доноров с H. pylori вызывало усиление экспрессии моноцитами мембранных молекул CD80 и CD86, необходимых для дополнительной стимуляции Т-лимфоцитов в ходе презентации антигенов (так называемых костимулирующих молекул). Это усиление экспрессии проявлялось в росте геометрической средней интенсивности флюоресценции (GMFI) окрашенных молекул CD80 и CD86, а также в увеличении доли CD80⁺ клеток при максимальной использованной концентрации H. pylori 10⁷ бактерий/мл (рис. 2А). Повышение GMFI образцов клеток, окрашенных в стандартных условиях, расценивалось нами как свидетельство увеличения среднего количества костимулирующих молекул на одной клетке. При культивировании часть моноцитов утрачивала свой линейный маркер CD14, однако этот процесс не зависел от наличия H. pylori в культуре. Также добавление H. pylori не влияло на экспрессию молекулы главного комплекса гистосовместимости II класса HLA-DR. Культивирование моноцитов с H. pylori в течение 44 ч не приводило к дополнительному росту экспрессии молекул, ассоциированных со стимуляцией лимфоцитов (рис. 2Б). В связи с этим в дальнейшей работе мы инкубировали моноциты 20 ч с H. pylori в концентрации 10⁷ бактерий/мл.

 

Рисунок 2. Экспрессия мембранных молекул на моноцитах через 20 (А) и 44 ч (Б) инкубирования с H. pylori. Примечание. Данные представлены как средняя±стандартная ошибка средней (M±SEM). Знак * показывает p < 0,05 в парном Т-тесте Стьюдента с поправкой Бонферрони.

 

Для оценки пролиферации лимфоцитов использовали флюоресцентный краситель CFSE, который стойко окрашивает живые клетки и при делении разделяется между дочерними клетками, в результате чего флюоресценция потомков снижается (рис. 3А). Показано, что при культивировании лимфоцитов без моноцитов и стимуляторов в течение 72 ч в деление вступало менее 2% клеток. Совместное культивирование лимфоцитов с сингенными моноцитами более чем в 2 раза увеличивало количество делившихся лимфоцитов. Преинкубация моноцитов с H. pylori вызывала дополнительный небольшой, но статистически достоверный прирост количества делившихся лимфоцитов (рис. 3Б).

 

Рисунок 3. Моноциты, нагруженные H. pylori, усиливают пролиферацию лимфоцитов (А, Б), но не вызывают потерю рецептора CCR6 CD4⁺ Т-клетками (В-Д). Примечание. А) Краситель CFSE в лимфоцитах, росших без моноцитов (гистограмма с серым полем), и в лимфоцитах, росших с моноцитами, не нагруженными (тонкая черная линия) и нагруженными H. pylori (толстая черная линия). Отрезок М1 отмечает делившиеся клетки. Клетки, свежеокрашенные CFSE, обозначены пунктиром. Неокрашенные клетки здесь и на следующих графиках обозначены точечной линией. Б) Доля делившихся лимфоцитов в культурах лимфоцитов (L) и в смешанных культурах лимфоцитов с моноцитами, не нагруженными (L+М) и нагруженными H. pylori (L+М Нр). Данные представлены как M±SEM (N = 9). Знак * отмечает p < 0,01 в парном Т-тесте Стьюдента. Экспрессия CCR6 на CD4⁺ (толстая линия) и CD8⁺ (тонкая линия) лимфоцитах крови до разделения (В), на очищенных CCR6⁺CD4⁺ Т-клетках (толстая линия) непосредственно после выделения (Г) и через 3 суток культивирования без моноцитов (гистограмма с серым полем) или с моноцитами, ненагруженными (тонкая линия) и нагруженными H. pylori (толстая линия) (Д). Отрезки М2 отмечают CCR6⁺ клетки.

 

Поскольку в следующих экспериментах мы планировали оценить антигенспецифическую активацию Т-клеток in vitro в зависимости от экспрессии на них хемокинового рецептора CCR6, мы выполнили дополнительный эксперимент, в котором показали, что культивирование Т-клеток без стимуляции или с моноцитами, нагруженными H. pylori, не приводит к утрате CCR6 с наружной мембраны лимфоцитов. Этот рецептор экспрессируется на значительном количестве CD4⁺ Т-лимфоцитов и на малом количестве CD8⁺ Т-клеток (рис. 3В). Для дополнительного эксперимента мы выделили CD4⁺CCR6⁺ Т-клетки с чистотой > 95% с помощью магнитной сепарации (рис. 3Г) и засеяли эти клетки в монокультуру и в смешанные сингенные культуры с моноцитами, нагруженными и не нагруженными H. pylori. Оценка фенотипа клеток через 72 ч культивирования показала, что лимфоциты полностью сохранили экспрессию CCR6 во всех трех типах культур, включая культуры с моноцитами, нагруженными H. pylori (рис. 3Д).

Для выявления антигенспецифических Т-клеток оценивали экспрессию маркера активации ОХ40 на CD4⁺CCR6⁺ и CD4⁺CCR6^– лимфоцитах крови при культивировании с моноцитами, нагруженными антигенами H. pylori. В качестве контрольных использовали культуры лимфоцитов, а также смешанные культуры лимфоцитов с моноцитами без антигенов возбудителя. В экспериментах использовались клетки крови пациентов с H. pylori-инфекцией и здоровых доноров, кровь которых не содержала антитела к возбудителю, а кал — антигены H. pylori. Показано, что в культурах клеток крови инфицированных пациентов антигены H. pylori увеличивали количество активированных CD4⁺ Т-лимфоцитов (рис. 4). У этих пациентов в контрольных культурах лимфоцитов маркер ОХ40 спонтанно экспрессировали 3,06±0,55% CD4⁺CCR6⁺ лимфоцитов и 0,55±0,18% CD4⁺ CCR6^– лимфоцитов (здесь и далее в тексте данные приведены как M±SEM). Добавление к лимфоцитам сингенных моноцитов без антигенов возбудителя усиливало экспрессию активационного маркера ОХ40. Использование моноцитов, нагруженных антигенами H. pylori, вызывало значительный дополнительный прирост количества ОХ40⁺ активированных клеток в обеих анализируемых субпопуляциях лимфоцитов инфицированных пациентов (рис. 4А). Индуцированный антигеном рост количества актированных клеток у инфицированных лиц обладал высоким уровнем статистической достоверности: вероятность отсутствия различий (показатель Р) доли активированных клеток в культурах с антигенами H. pylori и без них в тесте Уилкоксона составлял всего лишь p = 0,0024 для CD4⁺CCR6⁺ клеток и p = 0,0081 для CD4⁺CCR6^– клеток. Однако величина антиген-индуцированного прироста в двух субпопуляциях клеток заметно различалась. В субпопуляции CD4⁺CCR6⁺ лимфоцитов антигены H. pylori обуславливали прирост количества активированных клеток на 1,89±0,55%. В субпопуляции CD4⁺CCR6^– клеток этот показатель был значительно меньше (p = 0,0012 в тесте Уилкоксона) и составлял всего лишь 0,58±0,19%.

 

Рисунок 4. Доля активированных ОХ40⁺ лимфоцитов среди CD4⁺ Т-клеток, различающихся по экспрессии CCR6, в культурах лимфоцитов (L) и в смешанных культурах лимфоцитов с моноцитами, не нагруженными (L+М) и нагруженными антигенами H. pylori (L+М Нр). Примечание. А) Медиана, нижний и верхний квартили, минимальное и максимальное значение представлены в виде коробчатой диаграммы. Результаты сравнения в ранговом тесте согласованных пар Уилкоксона показаны следующими знаками: *р < 0,01; **p < 0,005; ***p < 0,001. Б) Данные представлены в виде индивидуальных значений с разделением обследованных по возрасту.

 

В культурах клеток крови H. pylori-негативных доноров нагрузка моноцитов антигенами возбудителя не вызывала достоверного прироста количества ОХ40⁺ клеток ни среди CD4⁺CCR6⁺ лимфоцитов, ни среди CD4⁺CCR6^– лимфоцитов (рис. 4А). Анализ индивидуальных значений показал, что среди H. pylori-негативных доноров были люди, лимфоциты которых ответили на антигены H. pylori увеличением доли ОХ40⁺ клеток, а также люди, у которых доля активированных клеток под действием антигенов снижалась. Интересно, что у трех H. pylori-негативных доноров, имеющих возраст 47, 60 и 61 год, лимфоциты ответили на антиген увеличением доли ОХ40⁺ клеток, причем это увеличение наблюдалось в обеих анализируемых субпопуляциях лимфоцитов (рис. 4Б). Остальные неинфицированные обследованные имели возраст 40 и менее лет, и из них лишь у одного был зарегистрирован небольшой антигениндуцированный рост количества активированных клеток среди CD4⁺CCR6⁺ лимфоцитов, тогда как у остальных доноров антигены возбудителя вызывали снижение доли активированных клеток в обеих субпопуляциях лимфоцитов. В результате, в группе H. pylori-негативных доноров коэффициент корреляции возраста с H. pylori-индуцированным изменением количества активированных клеток составил 0,73 для субпопуляции CD4⁺CCR6⁺ лимфоцитов и 0,77 для субпопуляции CD4⁺CCR6^– лимфоцитов, что говорит о прямой связи возраста и количества CD4⁺ Т-лимфоцитов, отвечающих активацией на антигены H. pylori. В группе инфицированных пациентов, у подавляющего большинства обследованных наблюдался активационный ответ лимфоцитов на антигены H. pylori, и связь возраста и характера ответа на антиген не прослеживалась (коэффициенты корреляции: –0,18908633 для CD4⁺CCR6⁺ клеток и –0,097448579 — для CD4⁺CCR6^– клеток).

Обсуждение

Ранее мы показали, что при H. pylori-инфекции в крови значительно увеличивается содержание зрелых CD4⁺CCR6⁺ Т-лимфоцитов [3], и в этой группе лимфоцитов возрастает доля провоспалительных Th1, Тh17 и Th1/Th17 [2]. Для определения вовлеченности CCR6⁺ Т-клеток в иммунный ответ на H. pylori в данной работе оценивали способность этих клеток распознавать антигены возбудителя. В ходе подготовительных экспериментов было показано, что моноциты реагируют на H. pylori небольшим усилением экспрессии костимулирующих молекул CD80 и CD86 и ростом способности стимулировать пролиферацию сингенных лимфоцитов. Однако прирост пролиферации, индуцированный антигенами H. pylori, был небольшим, что затрудняло определение фенотипа активированных антигеном клеток. В связи с этим для идентификации CD4⁺ Т-клеток, реагирующих на антигены H. pylori, мы применили определение экспрессии молекулы ОХ40, которая используется в качестве маркера активации CD4⁺ Т-лимфоцитов, отдельно или в сочетании с определением других активационных молекул, таких как CD25, CD137 или PD-L1 [21, 24, 29]. В модели презентации антигенов в сингенных смешанных культурах было показано, что CD4⁺ Т-лимфоциты крови инфицированных пациентов содержат выявляемое количество клеток, реагирующих активацией на антигены H. pylori. Сравнение CD4⁺CCR6⁺ и CD4⁺CCR6^– лимфоцитов инфицированных пациентов показало, что CCR6⁺ субпопуляция содержит значительно большее количество лимфоцитов, специфичных к антигенам возбудителя. У доноров группы сравнения, не имеющих H. pylori-инфекции на момент обследования, презентация антигенов возбудителя не влияла на средние показатели активации CD4⁺ Т-лимфоцитов в смешанных культурах клеток крови. При этом индивидуальная реакция Т-клеток доноров на антигены H. pylori различалась и зависела от возраста обследованных. У лиц среднего и пожилого возраста в крови были обнаружены CD4⁺ Т-клетки, реагирующие активацией на антигены возбудителя, тогда как у доноров молодого возраста преобладало небольшое подавление активации Т-клеток в присутствии антигенов H. pylori. Мы предполагаем, что наличие антигенспецифических Т-клеток в крови H. pylori-негативных доноров среднего и пожилого возраста свидетельствует о сохранении этими лицами клеточной иммунной памяти о предшествующих контактах с H. pylori, несмотря на отсутствие у этих доноров антигенспецифических антител в крови. Для подтверждения этого предположения требуется проведение более масштабного и длительного исследования.

Заключение

Кровь пациентов с H. pylori-инфекцией содержит CD4⁺ Т-клетки, реагирующие активацией на антигены H. pylori. CD4⁺CCR6⁺ Т-клетки крови пациентов с H. pylori-инфекцией, содержат большее количество антигенспецифических лимфоцитов по сравнению с CD4⁺ CCR6^– Т-клетками.

About the authors

Vladimir Yu. Talayev

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Author for correspondence.
Email: talaev@inbox.ru

DSc (Medicine), Professor, Head of the Laboratory of Cellular Immunology

Россия, Nizhniy Novgorod

I. Ye. Zaichenko

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Email: talaev@inbox.ru

PhD (Biology), Leading Researcher, Laboratory of Cellular Immunology

Россия, Nizhniy Novgorod

M. V. Svetlova

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Email: talaev@inbox.ru

PhD (Biology), Senior Researcher, Laboratory of Cellular Immunology

Россия, Nizhny Novgorod

E. V. Voronina

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Email: talaev@inbox.ru

PhD (Biology), Senior Researcher, Laboratory of Cellular Immunology

Россия, Nizhny Novgorod

O. N. Babaykina

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Email: talaev@inbox.ru

PhD (Medicine), Senior Researcher, Laboratory of Cellular Immunology

Россия, Nizhny Novgorod

N. V. Neumoina

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Email: talaev@inbox.ru

PhD (Medicine), Head Physician, Infectious Diseases Clinic

Россия, Nizhniy Novgorod

K. M. Perfilova

Academician I.N. Blokhina Nizhny Novgorod Scientific Research Institute of Epidemiology and Microbiology of the Federal Service for Surveillance on Consumer Rights Protection and Human Wellbeing

Email: talaev@inbox.ru

PhD (Medicine), Deputy Head Physician, Infectious Diseases Clinic

Россия, Nizhniy Novgorod

References

Supplementary files