Характеристика вирус-специфических иммунологических реакций у пациентов с трансплантированным сердцем после вакцинации против инфекции COVID-19

Полный текст

Введение

В настоящее время, несмотря на достижения в области фармакотерапии сердечно-сосудистых заболеваний, операция ортотопической трансплантации сердца (ОТС) является общепризнанным золотым стандартом лечения терминальной стадии сердечной недостаточности, существенно улучшающим прогноз и качество жизни [9]. Наличие трансплантированного сердца в сочетании с иммуносупрессивной терапией и присоединением острой респираторной вирусной инфекции обусловливает сложность ведения пациента.

Пандемия коронавирусной болезни 2019 г. (COVID-19) создала серьезные глобальные проблемы для реципиентов трансплантата солидных органов (SOTR — solid organ transplant recipient). Показатели смертности от COVID-19 в этой популяции пациентов остаются высокими, несмотря на новые доступные варианты лечения и вакцинацию против коронавируса 2-го типа с тяжелым острым респираторным синдромом (SARS-CoV-2). Оценка поствакцинального иммунитета у первично серонегативных лиц и переболевших инфекцией, вызванной вирусом SARS-CoV-2, свидетельствуют о том, что предшествовавшая вакцинации инфекция COVID-19 способствует перестройке иммунной системы и обеспечивает возможность формирования вторичного иммунного ответа на последующую вакцинацию против SARS-CoV-2 — «гибридный иммунитет» [1, 2].

Показано, что у реципиентов трансплантата солидных/паренхиматозных органов (SOTR — solid organ transplant recipients) наблюдается менее устойчивый ответ антител и, в меньшей степени, клеточный ответ на вакцины. При этом у реципиентов трансплантата сердца (HT — heart transplant) после вакцинации против COVID-19 регистрируется более низкий уровень сероконверсии. В целом, после 2 доз мРНК вакцин антитела против рецептор-связывающего домена белка spike вируса SARS-CoV-2 обнаруживались у 10–57% пациентов и у 10–70% реципиентов HT регистрируется реакция клеточного ответа [4, 12]. Повышенная интенсивность иммуносупрессии, использование антиметаболитов и агентов, которые ингибируют B-клеточный ответ, связаны со снижением иммуногенности вакцин [6, 8]. Несмотря на неоптимальные показатели сероконверсии, вакцинация связана со снижением риска смерти от COVID-19 [10], а также снижением риска симптоматического заболевания на 80% по сравнению с непривитыми SOTR [3].

Эффективность и безопасность профилактики коронавирусной инфекции у пациентов с трансплантированным сердцем с применением вакцин от COVID-19 изучена недостаточно. Клиническая эффективность, постоянный мониторинг редких серьезных нежелательных явлений и данные об иммуногенности вакцин необходимо учитывать при разработке методологии оценки риска и пользы в отношении стратегии вакцинации для отдельных пациентов c трансплантированным сердцем. В связи с вышеизложенным, в работе представлена характеристика вирусспецифических иммунологических реакций у пациентов с трансплантированным сердцем по оценке в динамике поствакцинального периода уровня специфических IgG-антител к S-белку коронавируса SARS-CoV-2 и количества spike-реактивных Т-клеток.

Материалы и методы

Основную группу составили пациенты (n = 35), которым проведена ортотопичес кая трансплантация сердца в период с 2009 по 2021 гг. на базе Республиканского научно-практического цента «Кардиология»

Минск. Средний возраст пациентов (м:ж — 34:1) на момент начала вакцинации составил 62,0 (56,0–66,0) года. Из них: 15 пациентов (возраст 63,5 (53,2–68,8), которые не имели в анамнезе коронавирусную инфекцию (I группа) и 20 человек (возраст 62,0 (57,0–64,5), переболевших инфекцией COVID-19 (3–6 мес. до начала вакцинации) или с бессимптомным течением болезни (II группа). Все пациенты находились на иммуносупрессивной терапии согласно протоколу МЗ РБ ОТС.

Забор периферической венозной крови для исследований проводился по следующей схеме:

• – 1 — перед введением 1-й дозы вакцины (Vero Cell, инактивированная, CoronaVac^®);
• – 2 — перед введением 2-й дозы вакцины (Vero Cell, инактивированная, CoronaVac^®), 21–28 день после первой вакцинации);
• – 3 — перед бустерной вакцинацией (4–6 мес. после первичной вакцинации, Спутник Лайт);
• – 4.1 — 9–12 мес. после первичной вакцинации (без проведения бустерной вакцинации, Vero Cell);
• – 4.2 — 9–12 мес. после бустерной вакцинации (полный курс вакцинации, Vero Cell и Спутник Лайт).

Выделение мононуклеаров периферической крови (МПК). МПК выделяли путем наслаивания разведенной в физиологическом растворе периферической крови на градиент плотнос ти Roti-Sep, с последующим центрифугированием в течение 30 мин при 1500 об/мин при 4°С. Далее осадок 2-кратно отмывали в физиологическом растворе (10 мин при 1500 об/мин при 4°С). Концентрацию подсчитывали с использованием гематологического анализатора Micros-60 (ABX, Франция).

Метод криоконсервации МПК. Свежевыделен ные МПК разводили в среде для криоконсервации, приготовленной на основе RPMI-1640 (Gibco, Германия) с добавлением 20% DMSO (Fluka, Германия) и 20% эмбриональной телячьей сыворотки (Gibco, Германия), в концентрации 1 × 10⁷ клеток/мл и криоконсервировали в программируемом криозамораживателе, после чего образцы МПК перемещали в криохранилище на –180°С.

Культуральный метод. Для определения SARS-CoV-2-реактивных Т клеток по оценке экспрессии внутриклеточных и внеклеточных активационных маркеров и цитокинов использовался набор SARS-CoV-2 T Cell Analysis Kit (PBMC), anti-human, REAfinity (Miltenyi Biotec, Германия). В качестве in vitro стимулятора использовался PepTivator SARS-CoV-2 Prot_S — research grade (пул лиофилизированных пептидов, охватывающих иммунодоминантные домены последовательности поверхностного (или шиповидного) гликопротеина («S») SARS-CoV-2 (GenBank MN908947.3, белок QHD43416.1) в концентрации 0,6-nmol peptide/mL (Miltenyi Biotec, Германия).

МПК в концентрации 1 × 10⁶ клеток в 100 мкл культивировали в присутствии PepTivator SARS-CoV-2 Prot_S, включая положительный и отрицательные контроли, в течение 4-х часов в увлажненной атмосфере с 5% СО₂ при 37°С до последующего окрашивания моноклональными антителами.

Метод проточной цитофлуориметрии. Для оп ре деления антиген-специфических CD4⁺ и CD8⁺ Т-лимфоцитов использовались моноклональ ные антитела (МАТ) в соответствии с набором SARS-CoV-2 T Cell Analysis Kit (PBMC), anti-human, REAfinity (Miltenyi Biotec, Германия): CD3-АРС, CD4-Vio Bright B515, CD8-Vio Green, IFNγ-РЕ, TNFα-PE-Vio 770, CD154-APC-Vio 770. Регистрацию результатов осуществлялась на проточном цитометре CytoFlex (Beckman Coulter, США). Анализ полученных результатов проводился в соответствии с разработанным алгоритмом проведения иммунологических исследований на основе внутриклеточной экспрессии цитокинов и поверхностных активационных маркеров по следующим иммунофенотипам Т-лимфоцитов: CD3⁺154⁺, CD3⁺IFNγ⁺TNFα⁺, CD3⁺154⁺IFNγ⁺, CD3⁺154⁺TNFα⁺, CD4⁺IFNγ⁺ TNFα⁺, CD4⁺154⁺IFNγ⁺, CD8⁺IFNγ⁺, CD8⁺IFNγ⁺ TNFα⁺.

Для фенотипирования Т клеток-памяти использовались МАТ: CD27⁺РС5, CD45RO⁺ECD и CCR7⁺РЕ (Beckman Coulter, США).

Хемилюминесцентный анализ. Определение специфических IgG-антител к S-белку коронавируса проводилось хемилюминесцентным методом на микрочастицах на иммунохимическом анализаторе Architect (Abbott, США) с использованием диагностического набора SARS-CoV-2 IgGII Quant Reagent Kit. Значения < 10 BAU/мл считались отрицательными (Ат отсутствуют или их уровень ниже предела детекции), значения > 10 BAU/мл считались положительными.

Метод статистической обработки данных. Статистическая обработка данных проводилась с использованием пакета программ Statistica 8.0. Статистически значимые различия определяли при уровне р < 0,05. Для характеристики исследуемых групп использовались показатели медианы, нижнего и верхнего процентилей (Q_0,25–Q_0,75). Сравнение групп и определение статистической значимости различий осуществлялась непараметричес ким W-критерием Вилкоксона для зависимых и U-критерием Манна–Уитни для независимых переменных.

Результаты и обсуждение

Динамика уровня специфических IgG-антител к S-белку коронавируса SARS-CoV-2 у пациентов с трансплантированным сердцем

Для определения уровня гуморального поствакцинального иммунитета у пациентов с трансплантированным сердцем проводилась оценка динамики уровня специфических IgG-антител к S-белку (включая рецептор-связывающий домен — receptor domen binding, RDB) коронавируса SARS-CoV-2.

Количество пациентов с бессимптомным течением болезни (отсутствие в анамнезе перенесенной инфекция COVID-19) до вакцинации составило 45,5%, что подтверждалось наличием антител к S-белку до вакцинации, в среднем, 464,6 BAU/ml. Вследствие чего обследуемые пациенты были разделены на 2 группы: I группу составили пациенты, которые до начала вакцинации не болели коронавирусной инфекцией и не определялись специфические IgG-антител к S-белку; II группу составили пациенты, переболевшие коронавирусной инфекцией за 3–6 мес. до начала вакцинации или не болевшие коронавирусной инфекцией, но имевшие положительные значения специфических IgG-антител к S-белку (бессимптомное течение болезни).

Динамика уровня IgG к S белку в исследуемых группах вакцинированных лиц представлена в табл. 1.

 

Таблица 1. Динамика уровня IgG к S белку в исследуемых группах вакцинированных пациентов с трансплантированным сердцем, BAU/mL, Ме (Q_0,25–Q_0,75) ‰

Table 1. Dynamics of IgG to S Protein Levels In Heart Transplant Patients After Vaccination, BAU/mL, Ме (Q_0,25–Q_0,75) ‰

Группы Groups	Период наблюдения/Monitoring period					p (W)
	1	2	3	4.1	4.2
	до вакцинации before vaccination	21–28 день после 1-й дозы вакцины 21–28 days after 1st dose of vaccine	4–6 мес. после 2-й дозы вакцины/ бустер 4–6 months after 2nd dose of vaccine/ booster	9–12 мес. после 2-й дозы вакцины/ без бустера 9–12 months after 2nd dose of vaccine/ without booster	9–12 мес. после бустерной вакцинации 9–12 months after booster vaccination
	1	2	3	4	5
I 1st (n = 15)	0,0 (0,0–0,07)	0,24 (0,0–0,65)	16,3 (0,60–173,3)	82,0 (18,8–401,4)	61,0 (19,1–275,8)	р1–3 = 0,008 p1–4 = 0,012 р1–5 = 0,018
II 2nd (n = 20)	478,8 (129,0–719,3)	540,3 (217,5–1561,2)	493,6 (318,7–873,7)	1006,6 (72,8–2206,3)	1098,0 (500,9–1894,2)	р1–5 = 0,028

 

Приведенные данные свидетельствуют о том, что у вакцинированных лиц 1-й исследуе мой группы, начиная с 4–6 мес. после 2-й дозы вакцины, наблюдалось увеличение уровня антител к S белку с сохранением статистически значимых различий на протяжении 9–12 мес. после вакцинации (вне зависимости с бустерной вакцинацией или без). Однако, концентрация антител оставалась достаточно низкой, что согласуется с данными Ran Zhuo и соавт., 2022, которые сравнивали количественно спайковых антител к SARS-CoV-2 с использованием международных стандартных единиц ВОЗ и показали, что естественная инфекция SARS-CoV-2 вызывала больший ответ антител по сравнению с вакцинами, о чем свидетельствует значительно более высокий титр нейтрализующих антител у непривитых лиц, которые подверглись сероконверсии [13]. При этом 37% пациентов I группы не отвечали на вакцинацию, что подтверждалось отсутствием выработки вирус-специфических антител на протяжении всего периода наблюдения.

У пациентов, имевших в анамнезе коронавирусную инфекцию (II группа), до вакцинации определялся высокий уровень вирус-специ фических антител по сравнению с лицами, не имевшими в анамнезе COVID-19 (478,8 (129,0–719,3) и 0,0 (0,0–0,07), р = 0,000… соответственно). При последующей вакцинации 1-й и 2-й дозами вакцины Vero Cell уровень специ фических антител оставался стабильным в течение 6 мес. (р = 0,98). В отдаленном периоде установлена тенденция к увеличению уровня IgG к S-белку через 9–12 мес. после введения 2-й дозы вакцины Vero Cell со статистически значимым увеличением уровня вирус-специфических антител к 9–12 мес. после проведения бустерной вакцинации Спутник Лайт (табл. 1). При этом количество пациентов, не отвечающих на вакцинацию (первоначальный уровень антител снижался на протяжении периода наблюдения), составило 15%, что значительно ниже по сравнению с I группой исследуемых пациентов (р = 0,02). Ряд авторов отмечает низкий серологический ответ на вакцину против инфекции COVID-19 у пациентов с трансплантацией солидных органов: значительная часть реципиентов не достигает достаточного серологического ответа после завершения не только двух серий вакцинации, но и третьей бустерной дозы (третья доза вакцины улучшает данный показатель только до 66%) [11]. По данным Сизякиной с соавт., 2022, коронавирусная инфекция при легком и среднетяжелом вариантах клинического течения приводит к изменениям параметров функционирования иммунной системы, регистрируемых через год после инфицирования. Максимальный спектр изменений затрагивает В-звено адаптивного иммунитета. Авторами показано, что перестройка иммунного реагирования после COVID-19 обеспечивает высокую иммуногенность даже одной дозы вакцины на основе пептидных антигенов SARS-CoV-2 — «ЭпиВакКорона» [2]. Процесс формирования вторичного ответа сопровождается снижением числа циркулирующих CD4⁺ Т-лимфоцитов, взаимодействующих с антиген-представляющими клетками при увеличении количества CD40⁺ В-лимфоцитов, ответственных за Т-В-кооперацию, и уменьшении доли циркулирующих непереключенных B-клеток памяти.

При мониторинге иммунологических показателей у пациентов с трансплантированным сердцем, переболевших коронавирусной инфекцией до вакцинации, установлено статистически значимое перераспределение субпопуляций Т-клеток памяти, характеризующееся увеличением центральных Т-клеток памяти (ТСМ, фенотип CD27⁺45RO⁺CCR7⁺) наряду со снижением «наивных» («naive», фенотип CD27⁺45RO^–CCR7⁺) и терминально-дифференцированных клеток (TEMRA, фенотип CD27^–45RO^–CCR7^–), р = 0,01 и р = 0,017 соответственно. Субпопуляции Т-клеток коррелировали с концентрацией антител к SARS-CoV-2-IgG II (R = 0,9, p = 0,007 «naive» и R = –0,87, p = 0,024 эффекторные ТЕМ клетки-памяти соответственно). Выявленные изменения не наблюдались в группе пациентов, не имевших в анамнезе коронавирусную инфекцию.

Полученные нами результаты согласуются с данными ряда авторов [2, 7, 13], свидетельствую щие о том, что гибридный иммунитет у вакцинированных лиц после перенесенной ранее COVID-19 инфекции характеризуется более выраженным регуляторным и функциональным потенциалом и сопровождается поддержанием высокого уровня вирус-специфичес ких IgG-антител к S-белку вируса SARS-CoV-2 в динамике поствакцинального периода со статистически значимым увеличением данного показателя к 9–12 мес. после проведения бустерной вакцинации.

Оценка in vitro количество SARS-CoV-2 реактивных Т клеток у пациентов с трансплантированным сердцем в динамике после проведения вакцинации

Ожидалось, что специфические для коронавируса Т-клетки будут присутствовать только у определенных людей. Их частота может быть низкой по сравнению с Т-клетками с другой специфичностью. Уровень напряженности поствакцинального вирус-специфического иммунитета у пациентов основной группы оценивался при стимуляции in vitro антиген-специ фических Т-клеток спайковым белком, что, в свою очередь, вызывает секрецию эффекторных цитокинов и повышенную регуляцию маркеров активации, которые затем позволяют обнаруживать и выделять антиген-специфичес кие Т-клетки.

 

Таблиц 2. Количество spike-реактивных Т-лимфоцитов у пациентов с трансплантированным сердцем в динамике после проведения вакцинации, %, Ме (Q_0,25–Q_0,75) ‰

Table 2. Dynamics of spike-reactive T lymphocytes in heart transplant patients after vaccination, %, Ме (Q_0.25–Q_0.75) ‰

Период наблюдения Monitoring period		Группы Groups	Фенотип Т-лимфоцитов/T lymphocytes phenotype
			CD3⁺154⁺	CD3⁺IFNγ⁺TNFα⁺	CD3⁺154⁺IFNγ⁺	CD3⁺154⁺TNFα⁺
1 до вакцинации before vaccination	1	I 1st	0,50 (0,22–1,20)	0,12 (0,07–0,30)	0,03 (0,02–0,05)	0,03 (0,01–0,10)
		II 2nd	0,87 (0,55–1,38)	0,18 (0,04–0,44)	0,05 (0,00–0,16)	0,03 (0,00–0,09)
2 21–28 день после 1-й дозы вакцины 21–28 days after 1st dose of vaccine	2	I 1st	1,00 (0,68–1,32)	0,08 (0,05–0,18)	0,04 (0,03–0,08)	0,03 (0,01–0,03)
		II 2nd	0,83 (0,33–1,07)	0,24 (0,07–0,31)	0,02 (0,01–0,07)	0,01 (0,00–0,04)
3 4–6 мес. после 2-й дозы вакцины/бустер 4–6 months after 2nd dose of vaccine/booster	3	I 1st	0,53 (0,48–1,16)	0,03 (0,03–0,04)	0,03 (0,00–0,08)	0,02 (0,00–0,08)
		II 2nd	1,81 (0,82–6,06)	0,36 (0,09–0,70)	0,05 (0,02–0,65)	0,04 (0,00–0,66)
4.1 9–12 мес. после 2-й дозы вакцины/без бустера 9–12 months after 2nd dose of vaccine/without booster	4	I 1st	0,89 (0,11–2,07)	0,29 (0,02–0,53)	0,02 (0,02–0,15)	0,02 (0,01–0,24)
		II 2nd	1,19 (0,69–3,76)	0,12 (0,06–0,26)	0,10 (0,03–0,25)	0,05 (0,02–0,10)
4.2 9–12 мес. после бустерной вакцинации 9–12 months after booster vaccination	5	I 1st	1,15 (0,29–1,45)	0,04 (0,03–0,05)	0,05 (0,02–0,07)	0,02 (0,01–0,04)
		II 2nd	0,64 (0,27–0,90)	0,11 (0,09–0,56)	0,05 (0,03–0,55)	0,04 (0,02–0,52)
p (U)			3 — 0,05	3 — 0,004 5 — 0,05

 

В табл. 2 представлено количество вирусспецифических Т-лимфоцитов, реагирующих in vitro с SARS-CoV-2 Prot_S пептидом.

Как видно из приведенных данных, количество антиген-специфических spike-реактивных Т-лимфоцитов регистрируется в незначительных количествах и отличается у лиц, не болевших до вакцинации коронавирусной инфекцией, по сравнению с пациентами, имевшими в анамнезе COVID-19. У пациентов II группы отмечается статистически значимое увеличение количества CD3⁺154⁺ клеток через 4–6 мес. после 2-й дозы вакцины (перед бустерной вакцинацией) в сочетании с увеличением количества Т-лимфоцитов с внутриклеточной продукцией IFNγ и TNFα (р (W) = 0,048) с последующим снижением данных показателей в течение года.

Аналогичный анализ количества вирус-специфических Т-лимфоцитов проведен и в отношении основных субпопуляций лимфоцитов, экспрессирующих CD4⁺ и CD8⁺ корецепторы (рис.).

 

Рисунок. Количество spike-реактивных CD8⁺IFNγ⁺TNFα⁺ Т-лимфоцитов у пациентов с трансплантированным сердцем в динамике поствакцинального периода

Figure. Number of spike-reactive CD8⁺IFNγ⁺TNFα⁺ T lymphocytes in heart transplant patients in the dynamics of the postvaccination period

 

Наблюдались различия в динамике количества spike-реактивных CD8⁺IFNγ⁺TNFα⁺ Тлимфоцитов также через 4–6 мес. после 2-й дозы вакцины, что характеризуется тенденцией к увеличению уровня данного показателя у пациентов, имеющих в анамнезе коронавирусную инфекцию (р = 0,067). По данным Braun J. и соавт., spike-реактивные Т-клетки выявляются у 83% пациентов, перенесших коронавирусную инфекцию [5]. По нашим предварительным результатам spike-реактивные Т-клетки выявлялись у 5–40% пациентов с трансплантированным сердцем в различные периоды наблюдения после вакцинации, преимущественно у пациентов, имевших в анамнезе COVID-19 до начала вакцинации.

Заключение

У вакцинированных лиц с трансплантированным сердцем гуморальный поствакцинальный иммунитет формируется у 63% пациентов, не имевших в анамнезе перенесенную ранее COVID-19 инфекцию и у 85% пациентов, имевших в анамнезе COVID-19 инфекцию. При этом гуморальный ответ у пациентов, которые подверглись сероконверсии до вакцинации, сопровождается поддержанием высокого уровня вирус-специфических IgG-антител к S-белку вируса SARS-CoV-2 в динамике поствакцинального периода со статистически значимым увеличением данного показателя к 9–12 мес. после проведения бустерной вакцинации. Специфический клеточный ответ (по оценке уровня CD3⁺154⁺ и CD3⁺IFNγ⁺TNFα⁺ клеток) к S-белку вируса SARS-CoV-2 оставался низким на протяжении всего периода наблюдения, регистрировался у 5–40% пациентов с трансплантированным сердцем и статистически значимые изменения в количестве spike-реактивных лимфоцитов наблюдались у пациентов, имевших в анамнезе COVID-19, к 4–6 мес. после введения 2-й дозы вакцины. При этом у данной группы реципиентов сердечного трансплантата, по сравнению с серонегативными пациентами до начала вакцинации регистрировался вирус-специфический ответ, характеризующийся дополнительно не только увеличением количества spike-реактивных CD3⁺154⁺ и CD3⁺IFNγ⁺TNFα⁺ клеток, но также и увеличением вирус-специ фических CD8⁺IFNγ⁺TNFα⁺, что, в совокупности с результатами оценки гуморального ответа, свидетельствует о более выраженном регуляторном и функциональном потенциале поствакцинального иммунитета у пациентов с гибридным иммунитетом.

Об авторах

Марина Михайловна Зафранская

УО Белорусский государственный медицинский университет; Международный государственный экологический институт имени А.Д. Сахарова Белорусского государственного университета

Автор, ответственный за переписку.
Email: zafranskaya@gmail.com

доктор медицинских наук, профессор, главный научный сотрудник НИИ экспериментальной и клинической медицины, зав. кафедрой иммунологии

Белоруссия, 220070, Минск, ул. Долгобродская, 23/1; Минск

Д. Б. Нижегородова

УО Белорусский государственный медицинский университет; Международный государственный экологический институт имени А.Д. Сахарова Белорусского государственного университета

Email: zafranskaya@gmail.com

кандидат биологических наук, доцент, ведущий научный сотрудник, доцент кафедры иммунологии

Белоруссия, 220070, Минск, ул. Долгобродская, 23/1; Минск

О. Г. Шатова

УО Белорусский государственный медицинский университет; Международный государственный экологический институт имени А.Д. Сахарова Белорусского государственного университета

Email: zafranskaya@gmail.com

кандидат медицинских наук, доцент, старший научный сотрудник лаборатории хронической сердечной недостаточности

Белоруссия, 220070, Минск, ул. Долгобродская, 23/1; Минск

И. И. Русских

УО Белорусский государственный медицинский университет; Международный государственный экологический институт имени А.Д. Сахарова Белорусского государственного университета

Email: zafranskaya@gmail.com

врач клинической лабораторной диагностики

Белоруссия, 220070, Минск, ул. Долгобродская, 23/1; Минск

А. В. Величко

УО Белорусский государственный медицинский университет; Международный государственный экологический институт имени А.Д. Сахарова Белорусского государственного университета

Email: zafranskaya@gmail.com

младший научный сотрудник, преподаватель кафедры иммунологии

Белоруссия, 220070, Минск, ул. Долгобродская, 23/1; Минск

М. И. Ванслав

УО Белорусский государственный медицинский университет

Email: zafranskaya@gmail.com

научный сотрудник НИИ экспериментальной и клинической медицины

Белоруссия, Минск

С. Ф. Новицкая

УО Белорусский государственный медицинский университет

Email: zafranskaya@gmail.com

старший преподаватель Института повышения квалификации и переподготовки кадров здравоохранения

Белоруссия, Минск

Т. Л. Денисевич

ГУ Республиканский научно-практический центр «Кардиология»

Email: zafranskaya@gmail.com

научный сотрудник лаборатории сердечной хронической недостаточности

Белоруссия, Минск

М. Г. Колядко

ГУ Республиканский научно-практический центр «Кардиология»

Email: zafranskaya@gmail.com

кандидат медицинских наук, доцент, зав. клинико-диагностической лабораторией

Белоруссия, Минск

Е. К. Курлянская

ГУ Республиканский научно-практический центр «Кардиология»

Email: zafranskaya@gmail.com

доктор медицинских наук, профессор, заместитель директора по терапевтической помощи

Белоруссия, Минск

Список литературы

Дополнительные файлы