Russian Journal of Infection and ImmunityRussian Journal of Infection and ImmunityИнфекция и иммунитет2220-76192313-7398SPb RAACI1810010.15789/2220-7619-BDA-18100REVIEWSОБЗОРЫReview ArticleBiological diversity and perspectives for therapeutic and diagnostic applications of mycobacteriophages in the Russian FederationБиологическое разнообразие и перспективы терапевтического и диагностического применения микобактериофагов в Российской Федерацииhttps://orcid.org/0000-0002-5016-2089ZaychikovaMarina V.ЗайчиковаМарина Викторовна
Russian Federation

PhD (Biology), Researcher, Laboratory of Molecular Genetics of Microorganisms

к.б.н., научный сотрудник лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов

marinaz15@yandex.ruhttps://orcid.org/0000-0002-4769-59331559-2376AvdeevVadim V.АвдеевВадим Вадимович
Russian Federation

Researcher, Research Laboratory of Immunopathology and Immunodiagnostics of Tuberculosis Infection

научный сотрудник научной лаборатории иммунопатологии и иммунодиагностики туберкулезной инфекции

Vadim.avdeev@rambler.ruKuznetsovaSofya M.КузнецоваСофья Михайловна
Russian Federation

Research Laboratory Assistant, Laboratory of Molecular Genetics of Microorganisms

лаборант-исследователь лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов

sofya.kuznetsova.2001@list.ruhttps://orcid.org/0000-0001-7510-163XMalakhovaMaja V.МалаховаМайя Владимировна
Russian Federation

PhD (Biology), Researcher, Laboratory of Molecular Genetics of Microorganisms

к.б.н., научный сотрудник лаборатории молекулярной генетики микроорганизмов

maja_m@mail.ruhttps://orcid.org/0000-0002-4865-6004ShitikovEgor A.ШитиковЕгор Александрович
Russian Federation

DSc (Biology), Head of the Laboratory of Molecular Genetics of Microorganisms

д.б.н., зав. лабораторией молекулярной генетики микроорганизмов

eshitikov@mail.ruLopukhin Federal Research and Clinical Center of Physical-Chemical Medicine of Federal Medical Biological AgencyФГБУ Федеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина Федерального медико-биологического агентстваNational Medical Research Center for Phthisiopulmonology and Infectious Diseases, Ministry of Health of the Russian FederationФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр фтизиопульмонологии и инфекционных заболеваний Минздрава России26012026300320261619241112202517012026Copyright ©; 2026, Zaychikova M.V., Avdeev V.V., Kuznetsova S.M., Malakhova M.V., Shitikov E.A.Copyright ©; 2026, Зайчикова М.В., Авдеев В.В., Кузнецова С.М., Малахова М.В., Шитиков Е.А.2026Zaychikova M.V., Avdeev V.V., Kuznetsova S.M., Malakhova M.V., Shitikov E.A.Зайчикова М.В., Авдеев В.В., Кузнецова С.М., Малахова М.В., Шитиков Е.А.https://creativecommons.org/licenses/by/4.0https://iimmun.ru/iimm/article/view/18100

Mycobacteriophages are viruses that selectively infect mycobacteria. Due to their specificity and lytic activity, they are considered a promising tool for controlling mycobacterial infections, especially amid rising antibiotic resistance. Their significant genetic diversity and unique biological properties have generated sustained global research interest, supported by successes in treating complex infections caused by non-tuberculous mycobacteria. However, data on phage populations and applied research results in the Russian Federation remain fragmented, necessitating systematization to assess the genuine potential. This review is based on literature data and the authors’ personal results, summarizing current knowledge on mycobacteriophage biology and analyzing the prospects for their therapeutic and diagnostic application. It examines data on mycobacteriophage taxonomic and genomic diversity in a global context, describes the first characterized Russian isolates, including phages Vic9 and Yasnaya_Polyana, and details a domestic collection of 15 phages. The collection aligns with global trends and includes unique findings, such as the phage Arbat with an anomalously large genome and extremely low similarity to known phages. In the therapy context, the review explores strategies for creating effective therapeutic agents, including the design of phage cocktails and genetic modification to switch them to a lytic state. It presents a critical analysis of international clinical experience using phages in parallel with mycobacterioses and highlights fundamental barriers to phage therapy for tuberculosis. Special attention is paid to domestic delivery systems, particularly liposomal formulations of phage D29, which have demonstrated high efficacy against M. tuberculosis, including multidrug-resistant strains, and a favorable safety profile in preclinical studies. In the diagnostics section, the evolution of phage-based methods is traced — from biological amplification tests to reporter systems — and the Russian-developed test system “TB-Phage-LCh” for phenotypic tuberculosis drug susceptibility testing is presented. Despite regulatory complexities and the need to study immunogenicity, this work demonstrates that Russian Federation possesses a solid scientific foundation for developing this field. Further research focused on in-depth characterization of domestic isolates, optimization of therapeutic platforms, and conducting controlled clinical trials could lead to creating effective phage-based drugs and diagnostic tools capable of holding an important place in the arsenal against drug-resistant mycobacterial infections.

Микобактериофаги — вирусы, избирательно поражающие микобактерии. Благодаря своей специфичности и литической активности микобактериофаги рассматриваются как перспективный инструмент для контроля микобактериальных инфекций, особенно в условиях растущей антибиотикорезистентности. Их значительное генетическое разнообразие и уникальные биологические свойства сформировали устойчивый глобальный исследовательский интерес, подкрепленный успехами в терапии сложных инфекций, вызванных нетуберкулезными микобактериями. Однако данные о фаговых популяциях и результатах прикладных исследований в Российской Федерации остаются разрозненными, что определяет необходимость их систематизации для оценки реального потенциала. Настоящий обзор основан на литературных данных и собственных результатах авторов и обобщает современные представления о биологии микобактериофагов, анализируя перспективы их терапевтического и диагностического применения. В работе рассмотрены современные данные о таксономическом и геномном разнообразии микобактериофагов в глобальном контексте, описаны первые полноценно охарактеризованные российские изоляты, включая фаги Vic9 и Yasnaya_Polyana, а также детально представлена отечественная коллекция из 15 фагов. Характеристика этой коллекции выявила как соответствие мировым тенденциям, так и уникальные находки, такие как фаг Arbat с аномально крупным геномом и крайне низким уровнем сходства с известными фагами. В контексте терапии обзор рассматривает стратегии создания эффективных терапевтических препаратов, включая конструирование коктейлей и генетическую модификацию фагов для перевода их в литическое состояние. Проведен критический анализ международного клинического опыта применения фагов при микобактериозах и выделяет фундаментальные барьеры на пути фаготерапии туберкулеза. Особое внимание уделено отечественным разработкам систем доставки, в частности, липосомальных форм фага D29, показавших высокую эффективность против M. tuberculosis, включая штаммы с множественной лекарственной устойчивостью, и благоприятный профиль безопасности в доклинических исследованиях на экспериментальных моделях. В разделе, посвященном диагностике, прослежена эволюция фаг-ориентированных методов — от тестов биологической амплификации до репортерных систем, и представлена разработанная в России тест-система «ТБ-фаг-ЛЧ» для фенотипического определения лекарственной чувствительности Mycobacterium tuberculosis. Несмотря на существующие проблемы, включая регуляторные сложности и необходимость углубленного изучения иммуногенности, работа демонстрирует наличие в России серьезного научного задела для развития данного направления. Дальнейшие исследования, сфокусированные на углубленной характеристике отечественных изолятов, оптимизации терапевтических платформ и проведении контролируемых клинических испытаний, могут способствовать созданию эффективных фаговых препаратов и диагностических инструментов, способных занять важное место в арсенале борьбы с устойчивыми микобактериальными инфекциями.

mycobacteriophagesmycobacteriatuberculosisdrug resistancediagnosticsliposomesanti-tuberculosis therapyмикобактериофагимикобактериитуберкулезлекарственная устойчивостьдиагностикалипосомыпротивотуберкулезная терапияРоссийский научный фондRussian Science Foundation24-15-00514The study was supported by the Russian Science Foundation grant No. 24-15-00514, https://rscf.ru/project/24-15-00514.Исследование выполнено за счет гранта Российского научного фонда № 24-15-00514, https://rscf.ru/project/24-15-00514.Лапенкова М.Б., Аляпкина Ю.С., Владимирский М.А. Бактерицидная активность липосомальной формы литического микобактериофага D29 на клеточных моделях туберкулёзной инфекции in vitro // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2020. Т. 169, № 3. С. 334–337. [Lapenkova M.B., Alyapkina Y.S., Vladimirsky M.A. Bactericidal Activity of Liposomal Form of Lytic Mycobacteriophage D29 in Cell Models of Tuberculosis Infection In Vitro. Byulleten’ eksperimental’noy biologii i meditsiny = Bulletin of Experimental Biology and Medicine, 2020, vol. 169, no. 3, pp. 361–364. (In Russ.)] doi: 10.1007/s10517-020-04887-6Лапенкова М.Б., Арустамова Г.А., Аляпкина Ю.С., Филиппов П.Н., Лазебный С.В., Владимирский М.А. Тест-система для фенотипического определения лекарственной чувствительности клинических изолятов микобактерий туберкулеза на основе применения микобактериофагов // Туберкулез и болезни легких. 2020. Т. 98, № 8. С. 14–22. [Lapenkova M.B., Аrustamova G.A., Аlyapkina Yu.S., Filippov P.N., Lazebny S.V., Vladimirskiy M.A. Mycobacteriophage-based test system for phenotypic drug sensitivity of clinical isolates of tuberculous mycobacteria. Tuberkulez i bolezni legkikh = Tuberculosis and Lung Diseases, 2020, vol. 98, no. 8, pp. 14–22. (In Russ.)] doi: 10.21292/2075-1230-2020-98-8-14-22Смирнова Н.С., Шипина Л.К., Лапенкова М.Б., Владимирский М.А. Применение литического микобактериофага D29 для ускоренного фенотипического определения чувствительности микобактерий туберкулеза к противотуберкулезным препаратам // Клиническая лабораторная диагностика. 2017. Т. 62, № 12. С. 757–763. [Smirnova N.S., Shipina L.K., Lapenkova M.B., Vladimirsky M.A. The application of lytic micro-bacteriophage В29 for accelerated phenotype detection of sensitivity mycobacteria of tuberculosis to anti-tuberculosis medications. Klinicheskaya laboratornaya diagnostika = Russian Clinical Laboratory Diagnostics, 2017, vol. 62, no. 12, pp. 757–763. (In Russ.)] doi: 10.18821/0869-2084-2017-62-12-757-763Avdeev V.V., Kuzin V.V., Vladimirsky M.A., Vasilieva I.A. Experimental Studies of the Liposomal Form of Lytic Mycobacteriophage D29 for the Treatment of Tuberculosis Infection. Microorganisms, 2023, vol. 11, no. 5: 1214. doi: 10.3390/microorganisms11051214Avdeev V.V., Vladimirsky M.A., Samoilova A.G., Vasileva I.A. Liposomal Mycobacteriophage D29: Therapeutic Efficacy Against a Drug-Resistant Strain of Mycobacterium tuberculosis in an Experimental Study on Inbred Mice and Associated Toxicity Evaluation. PHAGE, 2025, vol. 6, no. 2, pp. 69–76. doi: 10.1089/phage.2024.0066Azimi T., Mosadegh M., Nasiri M.J., Sabour S., Karimaei S., Nasser A. Phage therapy as a renewed therapeutic approach to mycobacterial infections: a comprehensive review. Infect. Drug Resist., 2019, vol. 12, pp. 2943–2959. doi: 10.2147/IDR.S218638Baess I. A bacteriophage for subdividing the species M. tuberculosis. Am. Rev. Respir. Dis., 1966, vol. 93, no. 4, pp. 622–623. doi: 10.1164/arrd.1966.93.4.622Bardarov S., Dou H., Eisenach K., Banaiee N., Ya S., Chan J., Jacobs W.R., Riska P.F. Detection and drug-susceptibility testing of M. tuberculosis from sputum samples using luciferase reporter phage: comparison with the Mycobacteria Growth Indicator Tube (MGIT) system. Diagn. Microbiol. Infect. Dis., 2003, vol. 45, no. 1, pp. 53–61. doi: 10.1016/s0732-8893(02)00478-9Bartlett H.P., Dawson C.C., Glickman C.M., Osborn D.W., Evans C.R., Garcia B.J., Frost L.C., Cummings J.E., Whittel N., Slayden R.A., Holder J.W. Targeting intracellular nontuberculous mycobacteria and M. tuberculosis with a bactericidal enzymatic cocktail. Microbiol. Spectr., 2024, vol. 12, no. 5: e0353423. doi: 10.1128/spectrum.03534-23Cristinziano M., Shashkina E., Chen L., Xiao J., Miller M.B., Doligalski C., Coakley R., Lobo L.J., Footer B., Bartelt L., Abad L., Russell D.A., Garlena R., Lauer M.J., Viland M., Kaganovsky A., Mowry E., Jacobs-Sera D., van Duin D., Kreiswirth B.N., Hatfull G.F., Friedland A. Use of epigenetically modified bacteriophage and dual beta-lactams to treat a Mycobacterium abscessus sternal wound infection. Nat. Commun., 2024, vol. 15, no. 1: 10360. doi: 10.1038/s41467-024-54666-4Daley C.L., Iaccarino J.M., Lange C., Cambau E., Wallace R.J., Andrejak C., Böttger E.C., Brozek J., Griffith D.E., Guglielmetti L., Huitt G.A., Knight S.L., Leitman P., Marras T.K., Olivier K.N., Santin M., Stout J.E., Tortoli E., van Ingen J., Wagner D., Winthrop K.L. Treatment of Nontuberculous Mycobacterial Pulmonary Disease: An Official ATS/ERS/ESCMID/IDSA Clinical Practice Guideline. Clin. Infect. Dis., 2020, vol. 71, no. 4, pp. 905–913. doi: 10.1093/cid/ciaa1125Dedrick R.M., Freeman K.G., Nguyen J.A., Bahadirli-Talbott A., Cardin M.E., Cristinziano M., Smith B.E., Jeong S., Ignatius E.H., Lin C.T., Cohen K.A., Hatfull G.F. Nebulized Bacteriophage in a Patient With Refractory Mycobacterium abscessus Lung Disease. Open Forum Infect. Dis., 2022, vol. 9, no. 7: ofac194. doi: 10.1093/ofid/ofac194Dedrick R.M., Freeman K.G., Nguyen J.A., Bahadirli-Talbott A., Smith B.E., Wu A.E., Ong A.S., Lin C.T., Ruppel L.C., Parrish N.M., Hatfull G.F., Cohen K.A. Potent antibody-mediated neutralization limits bacteriophage treatment of a pulmonary Mycobacterium abscessus infection. Nat. Med., 2021, vol. 27, no. 8, pp. 1357–1361. doi: 10.1038/s41591-021-01403-9Dedrick R.M., Guerrero Bustamante C.A., Garlena R.A., Pinches R.S., Cornely K., Hatfull G.F. Mycobacteriophage ZoeJ: A broad host-range close relative of mycobacteriophage TM4. Tuberculosis (Edinb.), 2019, vol. 115, pp. 14–23. doi: 10.1016/j.tube.2019.01.002Dedrick R.M., Guerrero-Bustamante C.A., Garlena R.A., Russell D.A., Ford K., Harris K., Gilmour K.C., Soothill J., Jacobs-Sera D., Schooley R.T., Hatfull G.F., Spencer H. Engineered bacteriophages for treatment of a patient with a disseminated drug-resistant Mycobacterium abscessus. Nat. Med., 2019, vol. 25, no. 5, pp. 730–733. doi: 10.1038/s41591-019-0437-zDedrick R.M., Smith B.E., Cristinziano M., Freeman K.G., Jacobs-Sera D., Belessis Y., Whitney Brown A., Cohen K.A., Davidson R.M., van Duin D., Gainey A., Garcia C.B., Robert George C.R., Haidar G., Ip W., Iredell J., Khatami A., Little J.S., Malmivaara K., McMullan B.J., Michalik D.E., Moscatelli A., Nick J.A., Tupayachi Ortiz M.G., Polenakovik H.M., Robinson P.D., Skurnik M., Solomon D.A., Soothill J., Spencer H., Wark P., Worth A., Schooley R.T., Benson C.A., Hatfull G.F. Phage Therapy of Mycobacterium Infections: Compassionate Use of Phages in 20 Patients With Drug-Resistant Mycobacterial Disease. Clin. Infect. Dis., 2023, vol. 76, no. 1, pp. 103–112. doi: 10.1093/cid/ciac453Dedrick R.M., Smith B.E., Garlena R.A., Russell D.A., Aull H.G., Mahalingam V., Divens A.M., Guerrero-Bustamante C.A., Zack K.M., Abad L., Gauthier C.H., Jacobs-Sera D., Hatfull G.F. Mycobacterium abscessus Strain Morphotype Determines Phage Susceptibility, the Repertoire of Therapeutically Useful Phages, and Phage Resistance. mBio, 2021, vol. 12, no. 2: e03431-20. doi: 10.1128/mBio.03431-20Ford M.E., Sarkis G.J., Belanger A.E., Hendrix R.W., Hatfull G.F. Genome structure of mycobacteriophage D29: implications for phage evolution. J. Mol. Biol., 1998, vol. 279, no. 1, pp. 143–164. doi: 10.1006/jmbi.1997.1610Froman S., Will D.W., Bogen E. Bacteriophage active against virulent Mycobacterium tuberculosis. I. Isolation and activity. Am. J. Public Health Nations Health, 1954, vol. 44, no. 10, pp. 1326–1333. doi: 10.2105/ajph.44.10.1326Fu X., Ding M., Zhang N., Li J. Mycobacteriophages: an important tool for the diagnosis of Mycobacterium tuberculosis (review). Mol. Med. Rep., 2015, vol. 12, no. 1, pp. 13–19. doi: 10.3892/mmr.2015.3440Gardner G.M., Weiser R.S. A bacteriophage for Mycobacterium smegmatis. Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 1947, vol. 66, no. 1: 205. doi: 10.3181/00379727-66-16037Guerrero-Bustamante C.A., Dedrick R.M., Garlena R.A., Russell D.A., Hatfull G.F. Toward a Phage Cocktail for Tuberculosis: Susceptibility and Tuberculocidal Action of Mycobacteriophages against Diverse Mycobacterium tuberculosis Strains. mBio, 2021, vol. 12, no. 3: e00973-21. doi: 10.1128/mBio.00973-21Guo M., Wang Y., Sun J., Qian C., Lowrie D.B., Niu L., Wu J., Hu Z., Fan X.-Y., Ma R. Rapid detection of drug resistance in Mycobacterium tuberculosis clinical isolates for first-line antitubercular drugs by using a novel reporter mycobacteriophage. Front. Cell. Infect. Microbiol., 2025, vol. 15: 1589236. doi: 10.3389/fcimb.2025.1589236Hatfull G.F. All the world’s a phage. Proc. Natl Acad. Sci. USA., 2025, vol. 122, no. 43: e2523344122. doi: 10.1073/pnas.2523344122Hatfull G.F. Mycobacteriophages. Microbiol. Spectr., 2018, vol. 6, no. 5: 10.1128/microbiolspec.gpp3-0026-2018. doi: 10.1128/microbiolspec.GPP3-0026-2018Hatfull G.F. Mycobacteriophages: From Petri dish to patient. PLoS Pathog., 2022, vol. 18, no. 7: e1010602. doi: 10.1371/journal.ppat.1010602Hatfull G.F. Phage Therapy for Nontuberculous Mycobacteria: Challenges and Opportunities. Pulm. Ther., 2023, vol. 9, no. 1, pp. 91–107. doi: 10.1007/s41030-022-00210-yHatfull G.F., Barsom L., Chang L., Donnelly-Wu M., Lee M.H., Levin M., Nesbit C., Sarkis G.J. Bacteriophages as tools for vaccine development. Dev. Biol. Stand., 1994, vol. 82, pp. 43–47.Hatfull G.F., Racaniello V. PHIRE and TWiV: Experiences in Bringing Virology to New Audiences. Annu. Rev. Virol., 2014, vol. 1, no. 1, pp. 37–53. doi: 10.1146/annurev-virology-031413-085449Hatfull G.F., Sarkis G.J. DNA sequence, structure and gene expression of mycobacteriophage L5: a phage system for mycobacterial genetics. Mol. Microbiol., 1993, vol. 7, no. 3, pp. 395–405. doi: 10.1111/j.1365-2958.1993.tb01131.xHatfull G.F., Jacobs-Sera D., Lawrence J.G., Pope W.H., Russell D.A., Ko C.C., Weber R.J., Patel M.C., Germane K.L., Edgar R.H., Hoyte N.N., Bowman C.A., Tantoco A.T., Paladin E.C., Myers M.S., Smith A.L., Grace M.S., Pham T.T., O’Brien M.B., Vogelsberger A.M., Hryckowian A.J., Wynalek J.L., Donis-Keller H., Bogel M.W., Peebles C.L., Cresawn S.G., Hendrix R.W. Comparative genomic analysis of 60 Mycobacteriophage genomes: genome clustering, gene acquisition, and gene size. J. Mol. Biol., 2010, vol. 397, no. 1, pp. 119–143. doi: 10.1016/j.jmb.2010.01.011Heller D.M., Sivanathan V., Asai D.J., Hatfull G.F. SEA-PHAGES and SEA-GENES: Advancing Virology and Science Education. Annu. Rev. Virol., 2024, vol. 11, no. 1, pp. 1–20. doi: 10.1146/annurev-virology-113023-110757Jacobs-Sera D., Marinelli L.J., Bowman C., Broussard G.W., Guerrero Bustamante C., Boyle M.M., Petrova Z.O., Dedrick R.M., Pope W.H., Science Education Alliance Phage Hunters Advancing Genomics And Evolutionary Science Sea-Phages Program, Modlin R.L., Hendrix R.W., Hatfull G.F. On the nature of mycobacteriophage diversity and host preference. Virology, 2012, vol. 434, no. 2, pp. 187–201. doi: 10.1016/j.virol.2012.09.026Kalapala Y.C., Sharma P.R., Agarwal R. Antimycobacterial Potential of Mycobacteriophage Under Disease-Mimicking Conditions. Front. Microbiol., 2020, vol. 11: 583661. doi: 10.3389/fmicb.2020.583661Kumar R., Sohal J.S., Singh A.V., Chauhan D.S. Pretomanid for the treatment of drug resistant pulmonary tuberculosis: a comprehensive review. Arch. Microbiol., 2025, vol. 208, no. 1: 35. doi: 10.1007/s00203-025-04508-8Lapenkova M.B., Alyapkina Y.S., Vladimirsky M.A. Evaluation of the Efficiency of Lytic Mycobacteriophage D29 on the Model of M. tuberculosis-Infected Macrophage RAW 264 Cell Line. Bull. Exp. Biol. Med., 2018, vol. 164, no. 3, pp. 344–346. doi: 10.1007/s10517-018-3986-0Letkiewicz S., Miedzybrodzki R., Fortuna W., Weber-Dabrowska B., Górski A. Eradication of Enterococcus faecalis by phage therapy in chronic bacterial prostatitis — case report. Folia Microbiol. (Praha), 2009, vol. 54, no. 5, pp. 457–461. doi: 10.1007/s12223-009-0064-zLittle J.S., Dedrick R.M., Freeman K.G., Cristinziano M., Smith B.E., Benson C.A., Jhaveri T.A., Baden L.R., Solomon D.A., Hatfull G.F. Bacteriophage treatment of disseminated cutaneous Mycobacterium chelonae infection. Nat. Commun., 2022, vol. 13, no. 1: 2313. doi: 10.1038/s41467-022-29689-4Maciejak-Jastrzębska A., Sygitowicz G., Brzezińska S., Bielska K., Augustynowicz-Kopeć E. Tuberculosis Today: Microbial Insights, Epidemiological Trends, and the Role of Molecular Diagnostics. Pathogens, 2025, vol. 14, no. 10: 965. doi: 10.3390/pathogens14100965Malhotra S., Vedithi S.C., Blundell T.L. Decoding the similarities and differences among mycobacterial species. PLoS Negl. Trop. Dis., 2017, vol. 11, no. 8: e0005883. doi: 10.1371/journal.pntd.0005883Marinelli L.J., Piuri M., Hatfull G.F. Genetic Manipulation of Lytic Bacteriophages with BRED: Bacteriophage Recombineering of Electroporated DNA. Methods Mol. Biol., 2019, vol. 1898, pp. 69–80. doi: 10.1007/978-1-4939-8940-9_6McNerney R., Wilson S.M., Sidhu A.M., Harley V.S., al Suwaidi Z., Nye P.M., Parish T., Stoker N.G. Inactivation of mycobacteriophage D29 using ferrous ammonium sulphate as a tool for the detection of viable Mycobacterium smegmatis and M. tuberculosis. Res. Microbiol., 1998, vol. 149, no. 7, pp. 487–495. doi: 10.1016/s0923-2508(98)80003-xNick J.A., Dedrick R.M., Gray A.L., Vladar E.K., Smith B.E., Freeman K.G., Malcolm K.C., Epperson L.E., Hasan N.A., Hendrix J., Callahan K., Walton K., Vestal B., Wheeler E., Rysavy N.M., Poch K., Caceres S., Lovell V.K., Hisert K.B., de Moura V.C., Chatterjee D., De P., Weakly N., Martiniano S.L., Lynch D.A., Daley C.L., Strong M., Jia F., Hatfull G.F., Davidson R.M. Host and pathogen response to bacteriophage engineered against Mycobacterium abscessus lung infection. Cell, 2022, vol. 185, no. 11, pp. 1860–1874.e12. doi: 10.1016/j.cell.2022.04.024Nieth A., Verseux C., Barnert S., Süss R., Römer W. A first step toward liposome-mediated intracellular bacteriophage therapy. Expert Opin. Drug Deliv., 2015, vol. 12, no. 9, pp. 1411–1424. doi: 10.1517/17425247.2015.1043125Ouyang X., Li X., Song J., Wang H., Wang S., Fang R., Li Z., Song N. Mycobacteriophages in diagnosis and alternative treatment of mycobacterial infections. Front. Microbiol., 2023, vol. 14: 1277178. doi: 10.3389/fmicb.2023.1277178Petrova Z.O., Broussard G.W., Hatfull G.F. Mycobacteriophage-repressor-mediated immunity as a selectable genetic marker: Adephagia and BPs repressor selection. Microbiology (Reading), 2015, vol. 161, no. 8, pp. 1539–1551. doi: 10.1099/mic.0.000120Pholwat S., Ehdaie B., Foongladda S., Kelly K., Houpt E. Real-time PCR using mycobacteriophage DNA for rapid phenotypic drug susceptibility results for Mycobacterium tuberculosis. J. Clin. Microbiol., 2012, vol. 50, no. 3, pp. 754–761. doi: 10.1128/JCM.01315-11Piuri M., Jacobs W.R., Hatfull G.F. Fluoromycobacteriophages for rapid, specific, and sensitive antibiotic susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis. PLoS One, 2009, vol. 4, no. 3: e4870. doi: 10.1371/journal.pone.0004870Pope W.H., Bowman C.A., Russell D.A., Jacobs-Sera D., Asai D.J., Cresawn S.G., Jacobs W.R., Hendrix R.W., Lawrence J.G., Hatfull G.F., Science Education Alliance Phage Hunters Advancing Genomics and Evolutionary Science, Phage Hunters Integrating Research and Education, Mycobacterial Genetics Course. Whole genome comparison of a large collection of mycobacteriophages reveals a continuum of phage genetic diversity. eLife, 2015, vol. 4: e06416. doi: 10.7554/eLife.06416Pope W.H., Mavrich T.N., Garlena R.A., Guerrero-Bustamante C.A., Jacobs-Sera D., Montgomery M.T., Russell D.A., Warner M.H., Science Education Alliance-Phage Hunters Advancing Genomics and Evolutionary Science (SEA-PHAGES), Hatfull G.F. Bacteriophages of Gordonia spp. Display a Spectrum of Diversity and Genetic Relationships. mBio, 2017, vol. 8, no. 4: e01069-17. doi: 10.1128/mBio.01069-17Porvaznik I., Solovič I., Mokrý J. Non-Tuberculous Mycobacteria: Classification, Diagnostics, and Therapy. Adv. Exp. Med. Biol., 2017, vol. 944, pp. 19–25. doi: 10.1007/5584_2016_45Rajagopalan S., Rourke A.K., Asare E., Kohlerschmidt D.J., Das L., Ngema S.L., Mulholland C.V., Vilchèze C., Mahalingam V., Moodley S., Truebody B., Mackenzie J., Steyn A.J.C., Perumal R., Berney M., Larsen M.H., O’Donnell M.R., Escuyer V.E., Jacobs W.R. Engineered Mycobacteriophage TM4::GeNL Rapidly Determines Bedaquiline, Pretomanid, Linezolid, Rifampicin, and Clofazimine Sensitivity in Mycobacterium tuberculosis Clinical Isolates. J. Infect. Dis., 2025, vol. 231, no. 4, pp. 859–870. doi: 10.1093/infdis/jiae438Ratnatunga C.N., Lutzky V.P., Kupz A., Doolan D.L., Reid D.W., Field M., Bell S.C., Thomson R.M., Miles J.J. The Rise of Non-Tuberculosis Mycobacterial Lung Disease. Front. Immunol., 2020, vol. 11: 303. doi: 10.3389/fimmu.2020.00303Russell D.A., Hatfull G.F. PhagesDB: the actinobacteriophage database. Bioinformatics, 2017, vol. 33, no. 5, pp. 784–786. doi: 10.1093/bioinformatics/btw711Saxena S., Spaink H.P., Forn-Cuní G. Drug Resistance in Nontuberculous Mycobacteria: Mechanisms and Models. Biology (Basel), 2021, vol. 10, no. 2: 96. doi: 10.3390/biology10020096Shield C.G., Swift B.M.C., McHugh T.D., Dedrick R.M., Hatfull G.F., Satta G. Application of Bacteriophages for Mycobacterial Infections, from Diagnosis to Treatment. Microorganisms, 2021, vol. 9, no. 11: 2366. doi: 10.3390/microorganisms9112366Shitikov E., Malakhova M., Kuznetsova S., Bespiatykh D., Gorodnichev R., Kiselev S., Kornienko M., Klimina K., Strokach A., German A., Lebedeva A., Fursov M., Vnukova A., Bagrov D., Kazyulina A., Shleeva M., Zaychikova M. Mycobacteriophage Yasnaya_Polyana and its engineered lytic derivative: specificity of regulatory motifs and lytic potential. Front. Microbiol., 2025, vol. 16: 1713073. doi: 10.3389/fmicb.2025.1713073Sparks I.L., Derbyshire K.M., Jacobs W.R., Morita Y.S. Mycobacterium smegmatis: The Vanguard of Mycobacterial Research. J. Bacteriol., 2023, vol. 205, no. 1: e0033722. doi: 10.1128/jb.00337-22Sula L., Sulová J., Stolcpartová M. Therapy of experimental tuberculosis in guinea pigs with mycobacterial phages DS-6A, GR-21 T, My-327. Czech Med., 1981, vol. 4, no. 4, pp. 209–214.Swift B.M.C., Meade N., Barron E.S., Bennett M., Perehenic T., Hughes V., Stevenson K., Rees C.E.D. The development and use of Actiphage® to detect viable mycobacteria from bovine tuberculosis and Johne’s disease-infected animals. Microb. Biotechnol., 2020, vol. 13, no. 3, pp. 738–746. doi: 10.1111/1751-7915.13518Wetzel K.S., Aull H.G., Zack K.M., Garlena R.A., Hatfull G.F. Protein-Mediated and RNA-Based Origins of Replication of Extrachromosomal Mycobacterial Prophages. mBio, 2020, vol. 11, no. 2: e00385-20. doi: 10.1128/mBio.00385-20Wilson S.M., al-Suwaidi Z., McNerney R., Porter J., Drobniewski F. Evaluation of a new rapid bacteriophage-based method for the drug susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis. Nat. Med., 1997, vol. 3, no. 4, pp. 465–468. doi: 10.1038/nm0497-465Yu X., Gu Y., Jiang G., Ma Y., Zhao L., Sun Z., Jain P., O’Donnell M., Larsen M., Jacobs W.R., Huang H. Evaluation of a High-Intensity Green Fluorescent Protein Fluorophage Method for Drug-Resistance Diagnosis in Tuberculosis for Isoniazid, Rifampin, and Streptomycin. Front. Microbiol., 2016, vol. 7: 922. doi: 10.3389/fmicb.2016.00922Zaychikova M., Malakhova M., Bespiatykh D., Kornienko M., Klimina K., Strokach A., Gorodnichev R., German A., Fursov M., Bagrov D., Vnukova A., Gracheva A., Kazyulina A., Shleeva M., Shitikov E. Vic9 mycobacteriophage: the first subcluster B2 phage isolated in Russia. Front. Microbiol., 2024, vol. 15: 1513081. doi: 10.3389/fmicb.2024.1513081