Russian Journal of Infection and ImmunityRussian Journal of Infection and ImmunityИнфекция и иммунитет2220-76192313-7398SPb RAACI1564510.15789/2220-7619-GAO-15645ORIGINAL ARTICLESОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИResearch ArticleGenomic analysis of Klebsiella pneumoniae strains virulence and antibiotic resistanceГеномный анализ вирулентности и антибиотикорезистентности штаммов Klebsiella pneumoniaeSamoilovaA. A.СамойловаА. А.
Russian Federation

Junior Researcher, Laboratory of Biological Products

младший научный сотрудник лаборатории биопрепаратов

samoilova@pasteurorg.ruKraevaL. A.КраеваЛ. А.
Russian Federation

DSc (Medicine), Head of the Laboratory of Medical Bacteriology; Professor of the Department of Microbiology

д.м.н., зав. лабораторией медицинской бактериологии; профессор кафедры микробиологии

samoilova@pasteurorg.ruMikhailovN. V.МихайловН. В.
Russian Federation

PhD (Medicine), Senior Researcher, Laboratory of Biological Products; Associate Professor, Department of Microbiology and Virology, Institute of Medical Education

к.м.н., старший научный сотрудник лаборатории биопрепаратов; доцент кафедры микробиологии и вирусологии института медицинского образования

samoilova@pasteurorg.ruSaitovaA. T.СаитоваА. Т.
Russian Federation

Laboratory Assistant-Researcher, Metagenomic Research Group

лаборант-исследователь группы метагеномных исследований

samoilova@pasteurorg.ruPolevD. E.ПолевД. Е.
Russian Federation

PhD (Biology), Senior Researcher, Head of the Metagenomic Research Group

к.б.н., старший научный сотрудник, руководитель группы метагеномных исследований

samoilova@pasteurorg.ruVashukovaM. A.ВашуковаМ. А.
Russian Federation

PhD (Medicine), Deputy Chief Physician for Medical Care Development

к.м.н., зам. главного врача по развитию медицинской помощи

samoilova@pasteurorg.ruGordeevaS. A.ГордееваС. А.
Russian Federation

Bacteriologist, Head of the Centralized Bacteriological Laboratory

врач-бактериолог высшей категории, зав. централизованной бактериологической лабораторией

samoilova@pasteurorg.ruSmirnovaE. V.СмирноваЕ. В.
Russian Federation

Bacteriologist, Head of the Bacteriological Laboratory

врач-бактериолог высшей категории, зав. бактериологической лабораторией

samoilova@pasteurorg.ruBeljatichL. I.БелятичЛ. И.
Russian Federation

Bacteriologist, Head of the Bacteriological Laboratory

врач-бактериолог высшей категории, зав. бактериологической лабораторией

samoilova@pasteurorg.ruDolgovaA. S.ДолговаА. С.
Russian Federation

PhD (Biology), Head of the Laboratory of Molecular Genetics of Pathogenic Microorganisms

к.б.н., зав. лабораторией молекулярной генетики патогенных микроорганизмов

samoilova@pasteurorg.ruShabalinaA. V.ШабалинаА. В.
Russian Federation

Junior Researcher, Laboratory of Molecular Genetics of Pathogenic Microorganisms

младший научный сотрудник лаборатории молекулярной генетики патогенных микроорганизмов

samoilova@pasteurorg.ruSt. Petersburg Pasteur InstituteФБУН НИИ эпидемиологии и микробиологии имени ПастераMilitary Medical Academy named after S.M. KirovФГБВОУ ВО Военно-медицинская академия имени С.М. Кирова МО РФV.A. Almazov National Medical Research CentreФГБУ Национальный медицинский исследовательский центр имени В.А. АлмазоваClinical Infectious Diseases Hospital named after S.P. Botkin, Ministry of Health of the Russian FederationКлиническая инфекционная больница им. С.П. БоткинаHygiene and Epidemiology Centre in St. Petersburg of RospotrebnadzorФБУЗ Центр гигиены и эпидемиологии в городе Санкт-ПетербургеSt. Petersburg State Hospital No. 14, Ministry of Health of the Russian FederationГородская больница № 1420052024050620241423393501509202316052024Copyright ©; 2024, Samoilova A.A., Kraeva L.A., Mikhailov N.V., Saitova A.T., Polev D.E., Vashukova M.A., Gordeeva S.A., Smirnova E.V., Beljatich L.I.Copyright ©; 2024, Самойлова А.А., Краева Л.А., Михайлов Н.В., Саитова А.Т., Полев Д.Е., Вашукова М.А., Гордеева С.А., Смирнова Е.В., Белятич Л.И.2024Samoilova A.A., Kraeva L.A., Mikhailov N.V., Saitova A.T., Polev D.E., Vashukova M.A., Gordeeva S.A., Smirnova E.V., Beljatich L.I.Самойлова А.А., Краева Л.А., Михайлов Н.В., Саитова А.Т., Полев Д.Е., Вашукова М.А., Гордеева С.А., Смирнова Е.В., Белятич Л.И.https://creativecommons.org/licenses/by/4.0https://iimmun.ru/iimm/article/view/15645

Recently, Klebsiella pneumoniae strains have become widespread both in community-acquired infectious processes and in nosocomial infections. There are two pathotypes of K. pneumoniae: classical (cKp) and hypervirulent (hvKp). Representatives of any pathotype are prone to acquire and further transmit genetic factors of antibiotic resistance and virulence. This combination accounts for severity of the infectious process. Therefore, information about whether the strain belongs to either pathotype can help in prescribing proper therapy. Since there is no consensus upon hypervirulence marker, we attempted to find the most significant combinations of genetic markers of virulence and antibiotic resistance in K. pneumoniae strains. The study was aimed to conduct a genomic analysis of virulence and antibiotic resistance of K. pneumoniae clinical isolates. Materials and methods. There were examined 85 strains of K. pneumoniae isolated from diverse clinical material samples from patients in large St. Petersburg hospitals. In our work, we used classical bacteriological methods, including determination of the hypermucoviscous type using the “string test”, the mass spectrometric method (MALDI-ToF MS) for identifying bacteria, molecular methods for studying markers of virulence and antibiotic resistance (multilocus sequence typing, genome sequencing of K. pneumoniae strains). Results. Among the studied K. pneumoniae strains, the most common carbapenemase genes were OXA-48 (18.7%) and NDM-1 genes — 17.3% of strains; in 6.7% of strains, NDM-1 and OXA-48 genes were found simultaneously. The percentage of strains with β-lactamase genes CTX-M-15 was 54.7%, OXA-1 — 17.3%, TEM-1D — 13.3%, and in 17.3% of cases the OXA-1 and TEM-1D genes were simultaneously present in bacterial strains. Quinolone resistance genes were found in 68.4% of strains. The most common genes were qnrS1 (40% of strains) and qnrB1 (22.7%). Phenotypic antimicrobial susceptibility testing showed that 23.5% and 64.7% strains were resistant to colistin and carbapenems, respectively. 32.9% K. pneumoniae strains, isolated in patients with phlegmon, pneumonia, sepsis, and peritonitis, had a hypermucoid phenotype. The most common sequence types were: ST395 (24.3%), ST23 (17.6%) and ST512 (9.5%). 8% and 25.3% of strains belonged to capsule types K1 and K2, respectively. The polyketide synthesis locus ybt, which characterizes virulent strains, was detected in 69.3% isolates, and the clb locus was present in 10.7% of strains. In 73.3% and 14.7% strains, the plasmid-associated virulence loci iuc and iro were identified, which encode the biosynthesis of the siderophores aerobactin and salmochelin. We described 44 cases (58.7% of strains) of genotypic convergence of virulence and antibiotic resistance, as shown by simultaneously detected the aerobactin (iuc) locus and β-lactamase or carbapenemase genes. Thus, identification of hypervirulence may provide valuable information for the clinical management of patients with hvKp infections. Therefore, it is is obviously necessary to develop comprehensive diagnostic test for simultaneous screening of multidrug-resistant hypervirulent K. pneumoniae strains.

В последние годы штаммы Klebsiella pneumoniae получили широкое распространение как при внебольничных инфекционных процессах, так и при нозокомиальных инфекциях. Выделяют два патотипа K. pneumoniae: классический (cKp) и гипервирулентный (hvKp). Представители любого патотипа склонны к приобретению и дальнейшей передаче генетических факторов антибиотикорезистентности и вирулентности, что может помочь при назначении адекватной терапии. Поскольку не существует универсально согласованного отдельного маркера гипервирулентности, нами предпринята попытка найти наиболее значимые комбинации генетических маркеров вирулентности и антибиотикорезистентности у штаммов K. pneumoniae. Цель исследования — выявление наиболее значимых комбинаций генетических маркеров вирулентности и антибиотикорезистентности для характеристики клинических изолятов K. pneumoniae. Материалы и методы. Исследовали 85 штаммов K. pneumoniae, выделенных из проб различного клинического материала от пациентов крупных стационаров Санкт-Петербурга. В работе использовали классические бактериологические методы, в том числе определение гипермукоидного типа с помощью «стринг-теста», масс-спектрометрический метод (MALDI-TOF MS) для идентификации бактерий, молекулярные методы для изучения маркеров вирулентности и антибиотикорезистентности (мультилокусное сиквенс-типирование, секвенирование генома штаммов K. pneumoniae). Результаты. Среди всех исследованных штаммов K. pneumoniae самыми распространенными генами карбапенемаз были гены OXA-48 (18,7%) и NDM-1 — 17,3% штаммов, в 6,7% штаммов гены NDM-1 и OXA-48 присутствовали одновременно. Доля штаммов с генами β-лактамаз CTX-M-15 составила 54,7%, OXA-1 — 17,3%, TEM-1D — 13,3% и в 17,3% случаев в штаммах одновременно присутствовали гены OXA-1 и TEM-1D. Гены резистентности к хинолонам встречались у 68,4% штаммов. Самыми распространенными генами были qnrS1 (40% штаммов) и qnrB1 (22,7%). Фенотипическая оценка чувствительности штаммов показала, что резистентностью к колистину обладали 23,5%, к карбапенемам — 64,7% штаммов. Гипермукоидным фенотипом обладали 32,9% изолятов K. pneumoniae, выделенные при флегмоне, пневмонии, сепсисе, перитоните. Наиболее распространенными сиквенс-типами оказались: ST395 (24,3%), ST23 (17,6%) и ST512 (9,5%). К капсульным типам К1 и К2 принадлежали 8% и 25,3% штаммов соответственно. Локус синтеза поликетидов ybt, характеризующий вирулентные штаммы, был выявлен у 69,3% изолятов, а локус clb присутствовал в 10,7% штаммов. У 73,3% и 14,7% штаммов были определены ассоциированные с плазмидой локусы вирулентности iuc и iro соответственно, которые кодируют биосинтез сидерофоров аэробактина и сальмохелина. Мы обнаружили 44 случая (58,7% штаммов) генотипической конвергенции вирулентности и антибиоткорезистентности, на что указывает одновременное наличие локуса аэробактина (iuc) и генов β-лактамаз или карбапенемаз. Таким образом, идентификация гипервирулентности может представлять ценную информацию для клинического ведения пациентов с hvKp-инфекциями. Поэтому очевидна необходимость разработки комплексного диагностического теста для одновременного скрининга множественно-устойчивых гипервирулентных штаммов K. pneumoniae.

hypervirulenceantibiotic resistancegenome-wide sequencingKlebsiella pneumoniaehvKpcKpгипервирулентностьантибиотикорезистентностьполногеномное секвенированиеKlebsiella pneumoniaehvKpcKpАгеевец В.A., Агеевец И.В., Сидоренко С.В. Конвергенция множественной резистентности и гипервирулентности у Klebsiella pneumoniae // Инфекция и иммунитет. 2022. Т. 12, № 3. C. 450–460. [Ageevets V.A., Ageevets I.V., Sidorenko S.V. Convergence of multiple resistance and hypervirulence in Klebsiella pneumoniae. Infektsiya i immunitet = Russian Journal of Infection and Immunity, 2022, vol. 12, no. 3, pp. 450–460. (In Russ.)] doi: 10.15789/2220-7619-COM-1825Баранцевич Е.П., Баранцевич Н.Е., Шляхто Е.В. Продукция карбапенемаз нозокомиальными штаммами K. pneumoniae в Санкт-Петербурге // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2016. Т. 18, № 3. С. 196–200. [Barantsevich E.P., Barantsevich N.E., Shlyakhto E.V. Production of Carbapenemases in Klebsiella pneumoniae Isolated in Saint-Petersburg. Klinicheskaya mikrobiologiya i antimikrobnaya khimioterapiya = Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy, 2016, vol. 18, no. 3, pp. 196–200. (In Russ.)]Комисарова Е.В., Воложанцев Н.В. Гипервирулентная Klebsiella pneumoniae – новая инфекционная угроза // Инфекционные болезни. 2019. Т. 17, № 3. С. 81–89. [Komisarova E.V., Volozhantsev N.V. Hypervirulent Klebsiella pneumonia: a new infectious threat. Infektsionnye bolezni = Infectious Diseases, 2019, vol. 17, no. 3, pp. 81–89. (In Russ.)] doi: 10.20953/1729-9225-2019-3-81-89Малыгин А.С., Андреев С.С., Царенко С.В., Петрушин М.А. Антибиотикорезистентность изолятов Klebsiella pneumoniae, выделенных из крови больных COVID-19 // Медицина. 2021. Т. 9, № 2. С. 63–74. [Malygin A.S., Andreev S.S., Tsarenko S.V., Petrushin M.A. Antibiotic resistance of Klebsiella pneumoniae strains isolated from the blood of patients with COVID-19. Meditsina = Medicine, 2021, vol. 9, no. 2, pp. 63–74. (In Russ.)] doi: 10.29234/2308-9113-2021-9-2-63-74Чеботарь И.В., Бочарова Ю.А., Подопригора И.В., Шагин Д.А. Почему Klebsiella pneumoniae становится лидирующим оппортунистическим патогеном // Клиническая микробиология и антимикробная химиотерапия. 2020. Т. 22, № 1. С. 4–19. Chebotar I.V., Bocharova Yu.A., Podoprigora I.V., Shagin D.A. The reasons why Klebsiella pneumoniae becomes a leading opportunistic pathogen. Klinicheskaya mikrobiologiya i antimikrobnaya khimioterapiya = Clinical Microbiology and Antimicrobial Chemotherapy, 2020, vol. 22, no. 1, pp. 4–19. (In Russ.) doi: 10.36488/cmac.2020.1.4-19Bodena D., Teklemariam Z., Balakrishnan S., Tesfa T. Bacterial contamination of mobile phones of health professionals in Eastern Ethiopia: antimicrobial susceptibility and associated factors. Trop. Med. Health, 2019, vol. 47, no. 15: 47. doi: 10.1186/s41182-019-0144-yBulger J., MacDonald U., Olson R., Beanan J., Russo T.A. Metabolite transporter PEG344 is required for full virulence of hypervirulent Klebsiella pneumoniae strain hvKP1 after pulmonary but not subcutaneous challenge. Infect. Immun., 2017, vol. 85, no. 10, e00093-17. doi: 10.1128/IAI.00093-17Catalan-Najera J.C., Garza-Ramos U., Barrios-Camacho H. Hypervirulence and hypermucoviscosity: two different but complementary Klebsiella spp. phenotypes. Virulence, 2017, vol. 8, no. 7, pp. 1111–1123. doi: 10.1080/21505594.2017.1317412Chang C.M., Ko W.C., Lee H.C., Chen Y.M., Chuang Y.C. Klebsiella pneumoniae psoas abscess: predominance in diabetic patients and grave prognosis in gas-forming cases. J. Microbiol. Immunol. Infect., 2001, vol. 34, no. 3, pp. 201–206.Chaudhary P., Bhandari D., Thapa K., Thapa P., Shrestha D., Chaudhary H.K., Shrestha A., Parajuli H., Gupta, B.P. Prevalence of extended spectrum beta-lactamase producing Klebsiella pneumoniae isolated from urinary tract infected patients. Journal of Nepal Health Research Council, 2016, vol. 14, no. 33, pp. 111–115.Choby J.E., Howard-Anderson J., Weiss D.S. Hypervirulent Klebsiella pneumoniae — clinical and molecular perspectives. J. Intern. Med., 2020, vol. 287, no. 3, pp. 283–300. doi: 10.1111/joim.13007Compain F., Babosan A., Brisse S., Genel N., Audo J., Ailloud F., Kassis-Chikhani N., Arlet G., Decré D., Doern G.V. Multiplex PCR for detection of seven virulence factors and K1/K2 capsular serotypes of Klebsiella pneumoniae. J. Clin. Microbiol., 2014, vol. 52, no. 12, pp. 4377–4380. doi: 10.1128/JCM.02316-14Diancourt L., Passet V., Verhoef J., Grimont P.A., Brisse S. Multilocus sequence typing of Klebsiella pneumoniae nosocomial isolates. J. Clin. Microbiol., 2005, vol. 43, no. 8, pp. 4178–4182. doi: 10.1128/JCM.43.8.4178-4182.2005European Centre for Disease Prevention and Control. Emergence of hypervirulent Klebsiella pneumoniae ST23 carrying carbapenemase genes in EU/EEA countries. 17 March 2021. ECDC: Stockholm; 2021.European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing. Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters (2023). URL: http://www.eucast.org/clinical_breakpoints (11.02.2023)Fierer J., Walls L., Chu P. Recurring Klebsiella pneumoniae pyogenic liver abscesses in a resident of San Diego, California, due to a K1 strain carrying the virulence plasmid. J. Clin. Microbiol., 2011, vol. 49, no. 12, pp. 4371– 4373. doi: 10.1128/JCM.05658-11Gurevich A., Saveliev V., Vyahhi N., Tesler G., QUAST: quality assessment tool for genome assemblies. Bioinformatics, 2013, vol. 29, no. 8, pp. 1072–1075. doi: 10.1093/bioinformatics/btt086Harada S., Tateda K., Mitsui H., Hattori Y., Okubo M., Kimura S., Sekigawa K., Kobayashi K., Hashimoto N., Itoyama S., Nakai T., Suzuki T., Ishii Y., Yamaguchi K. Familial spread of a virulent clone of Klebsiella pneumoniae causing primary liver abscess. J. Clin. Microbiol., 2011, vol. 49, no. 6, pp. 2354–2356. doi: 10.1128/JCM.00034-11Hetland M.A.K., Hawkey J., Bernhoff E., Bakksjø R.J., Kaspersen H., Rettedal S.I., Sundsfjord A., Holt K.E., Löhr I.H. Within-patient and global evolutionary dynamics of Klebsiella pneumoniae ST17. bioRxiv, 2022, vol. 11, no. 1: 514664. doi: 10.1101/2022.11.01.514664Huang T.S., Lee S.S.J., Lee C.C., Chang F.C. Detection of carbapenem-resistant Klebsiella pneumoniae on the basis of matrix-assisted laser desorption ionization time-of-flight mass spectrometry by using supervised machine learning approach. PLoS One, 2020, vol. 15, no. 2, e0228459. doi: 10.1371/journal.pone.0228459Lam M.M.C., Wick R.R., Judd L.M., Holt K.E., Wyres K.L. Kaptive 2.0: updated capsule and lipopolysaccharide locus typing for the Klebsiella pneumoniae species complex. Microbial Genomics, 2022, vol. 8, no. 3: 000800. doi: 10.1099/mgen.0.000800Lam M.M.C., Wick R.R., Wyres K.L., Gorrie C.L., Judd L.M., Jenney A.W.J., Brisse S., Holt K.E. Genetic diversity, mobilisation and spread of the yersiniabactin-encoding mobile element ICEKp in Klebsiella pneumoniae populations. Microb. Genom., 2018, vol. 4, no. 9: e000196. doi: 10.1099/mgen.0.000196Lam M.M.C., Wyres K.L., Wick R.R., Judd L.M., Fostervold A., Holt K.E., Lohr I.H. Convergence of virulence and MDR in a single plasmid vector in MDR Klebsiella pneumoniae ST15. J. Antimicrob. Chemother., 2019, vol. 74, no. 5, pp. 1218–1222. doi: 10.1093/jac/dkz028Lam M.M.C., Wyres K.L., Judd L.M., Wick R.R., Jenney A., Brisse S., Holt K.E. Tracking key virulence loci encoding aerobactin and salmochelin siderophore synthesis in Klebsiella pneumoniae. Genome Med., 2018, vol. 10, no. 1: 77 doi: 10.1186/s13073-018-0587-5Liu Y.C., Cheng D.L., Lin C.L. Klebsiella pneumoniae liver abscess associated with septic endophthalmitis. Arch. Intern. Med., 1986, vol. 146, no. 10, pp. 1913–1916. doi: 10.1001/archinte.1986.00360220057011Luo Y., Wang Y., Ye L., Yang J. Molecular epidemiology and virulence factors of pyogenic liver abscess causing Klebsiella pneumoniae in China. Clin. Microbiol. Infect., 2014, vol. 20, no. 11: O818-24. doi: 10.1111/1469-0691.12664Navon-Venezia S., Kondratyeva K., Carattoli A. Klebsiella pneumoniae: a major worldwide source and shuttle for antibiotic resistance. FEMS Microbiol. Rev., 2017, vol. 41, no. 3, pp. 252–275. doi: 10.1093/femsre/fux013Paczosa M.K., Mecsas J. Klebsiella pneumoniae: Going on the Offense with a Strong Defense. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2016, vol. 80, no. 3, pp. 629–661. doi: 10.1128/MMBR.00078-15Parrott A.M., Shi J., Aaron J., Green D.A., Whittier S., Wu F. Detection of multiple hypervirulent Klebsiella pneumoniae strains in a New York City hospital through screening of virulence genes. Clin. Microbiol. Infect., 2021, vol. 27, no. 4, pp. 583–589. doi: 10.1016/j.cmi.2020.05.012Patel P.K., Russo T.A., Karchmer A.W. Brief report on hypervirulent Klebsiella pneumoniae. Open Forum Infect. Dis., 2014, vol. 1, no. 1, ofu028. doi: 10.1093/ofid/ofu028Pomakova D.K., Hsiao C.B., Beanan J.M., Olson R., Macdonald U., Keynan Y., Russo T.A. Clinical and phenotypic differences between classic and hypervirulent Klebsiella pneumoniae: an emerging and under-recognized pathogenic variant. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis., 2012, vol. 31, no. 6, pp. 981–989 doi: 10.1007/s10096-011-1396-6Popa L.I., Gheorghe I., Barbu I.C., Surleac M., Paraschiv S., Măruţescu L., Popa M., Pîrcălăbioru G.G., Talapan D., Niţă M., Streinu-Cercel A., Streinu-Cercel A., Oţelea D., Chifiriuc M.C. Multidrug Resistant Klebsiella pneumoniae ST101 Clone Survival Chain From Inpatients to Hospital Effluent After Chlorine Treatment. Front. Microbiol., 2021, vol. 11, 610296. doi: 10.3389/fmicb.2020.610296Prjibelski A., Antipov D., Meleshko D., Lapidus A., Korobeynikov A. Using SPAdes de novo assembler. Curr. Protoc. Bioinformatics, 2020, vol. 70: e102. doi: 10.1002/cpbi.102Redgrave L.S., Sutton S.B., Webber M.A., Piddock L.J. Fluoroquinolone resistance: mechanisms, impact on bacteria, and role in evolutionary success. Trends Microbiol., 2014, vol. 22, no. 8, pp. 438–445. doi: 10.1016/j.tim.2014.04.007Regueiro V., Campos M.A., Pons J., Alberti S., Bengoechea J.A. The uptake of a Klebsiella pneumoniae capsule polysaccharide mutant triggers an inflammatory response by human airway epithelial cells. Microbiology, 2006, vol. 152, no. 2, pp. 555–566. doi: 10.1099/mic.0.28285-0Russo T.A., Olson R., Fang C.T., Stoesser N., Miller M., MacDonald U., Hutson A., Barker J.H., La Hoz R.M., Johnson J.R. Identification of Biomarkers for Differentiation of Hypervirulent Klebsiella pneumoniae from Classical K. pneumoniae. J. Clin. Microbiol., 2018, vol. 56, no. 9: e00776-18. doi: 10.1128/JCM.00776-18Shon A.S., Bajwa R.P., Russo T.A. Hypervirulent (hypermucoviscous) Klebsiella pneumoniae: a new and dangerous breed. Virulence, 2013, vol. 4, no. 2, pp. 107–118. doi: 10.4161/viru.22718Siu L.K., Yeh K.M., Lin J.C., Fung C.P., Chang F.Y. Klebsiella pneumoniae liver abscess: a new invasive syndrome. Lancet Infect. Dis., 2012, vol. 12, no. 11, pp. 881–887. doi: 10.1016/S1473-3099(12)70205-0Tan Y.M., Chung A.Y., Chow P.K., Cheow P.C., Wong W.K., Ooi L.L., Soo K.C. An appraisal of surgical and percutaneous drainage for pyogenic liver abscesses larger than 5 cm. Ann. Surg., 2005, vol. 241, no. 3, pp. 485–490. doi: 10.1097/01.sla.0000154265.14006.47Tsay R.W., Siu L.K., Fung C.P., Chang F.Y. Characteristics of bacteremia between community-acquired and nosocomial Klebsiella pneumoniae infection: risk factor for mortality and the impact of capsular serotypes as a herald for communityacquired infection. Arch. Intern. Med., 2002, vol. 162, no. 9, pp. 1021–1027. doi: 10.1001/archinte.162.9.1021Walker K.A., Miner T.A., Palacios M., Trzilova D., Frederick D.R., Broberg C.A., Sepúlveda V.E., Quinn J.D., Miller V.L. A Klebsiella pneumoniae Regulatory Mutant Has Reduced Capsule Expression but Retains Hypermucoviscosity. mBio, 2019, vol. 10, no. 2: e00089-19. doi: 10.1128/mBio.00089-19Wang J.H., Liu Y.C., Lee S.S., Yen M.Y., Chen Y.S., Wang J.H., Wann S.R., Lin H.H. Primary liver abscess due to Klebsiella pneumoniae in Taiwan. Clin. Infect. Dis., 1998, vol. 26, no. 6, pp. 1434 –1438. doi: 10.1086/516369Wyres K.L., Wick R.R., Gorrie C., Jenney A., Follador R., Thompson N., Holt K.E. Identification of Klebsiella capsule synthesis loci from whole genome data. Microbial Genomics, 2016, vol. 2, no. 12: e000102. doi: 10.1099/mgen.0.000102Yu W.L., Ko W.C., Cheng K.C., Lee C.C., Lai C.C., Chuang Y.C. Comparison of prevalence of virulence factors for Klebsiella pneumoniae liver abscesses between isolates with capsular K1/K2 and non-K1/K2 serotypes. Diagn. Microbiol. Infect. Dis., 2008, vol. 62, no. 1, pp. 1–6. doi: 10.1016/j.diagmicrobio.2008.04.007